Flohallergie

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Haarausfall bei einer Katze mit Flohallergie: Das Deckhaar ist bis auf die Rückenpartie vollständig ausgefallen.

Die Flohallergie – auch Flohbissallergie, Flohspeichelallergie, Flohallergische Dermatitis oder Allergische Flohdermatitis – ist eine durch den Speichel von Flöhen bedingte allergische Hauterkrankung, die vor allem bei Haushunden und Hauskatzen auftritt. Leitsymptom ist intensiver Juckreiz, der zu selbstzugefügten schweren Hautveränderungen und Sekundärinfektionen führen kann. Die Behandlung erfolgt durch eine Flohbekämpfung und -prophylaxe, gegen den Juckreiz können kurzzeitig Glukokortikoide eingesetzt werden.

Vorkommen und Pathogenese[Bearbeiten]

Katzenfloh

Flohallergien sind bei Hunden und Katzen ein recht häufiges Phänomen und werden, auch bei Hunden, vor allem durch den Katzenfloh (Ctenocephalides felis) ausgelöst.[1] Betroffen sind Tiere aller Rassen und Altersklassen. Auch wenn die Erkrankung im Sommer häufiger auftritt, kommt sie ganzjährig vor. Eine erhöhte Krankheitsneigung haben Hunde, die an einer anderen Allergie, der Atopischen Dermatitis, leiden: Etwa 80 % der atopischen Hunde entwickeln bei Flohexposition eine Flohallergie.[2] Eine Flohallergie tritt auch bei Mardern[3] und gelegentlich bei Schafen und Ziegen[4][5] auf, wobei hier ebenfalls der Katzenfloh häufigster Auslöser ist.

Chronische Flohallergie mit sekundärer Malassezien-Dermatitis bei einem Hund: Haarverlust, Hautverdickung und Hyperpigmentierung.

Als Allergieauslöser (Allergene) kommen Proteine und Haptene aus dem Speichel der Flöhe mit einer molaren Masse von 6–58 kDa in Betracht.[6] Das erste identifizierte allergieauslösende Flohspeichelprotein war das aus 158 Aminosäuren bestehende Cte f 1 (Cte f steht für Ctenocephalides felis) mit einer Molaren Masse von 18 kDa.[7] Insgesamt kommen mindestens 15 verschiedene Flohallergene als Verursacher in Frage, die am häufigsten reagierenden haben eine molare Masse zwischen 25 und 58 kDa.[8]

Die Flohallergie ist größtenteils eine durch Immunglobulin E (IgE) vermittelte Typ-I-Reaktion[9] mit Degranulation von Mastzellen und einer Zunahme der eosinophilen Granulozyten (Eosinophilie).[10] In einer experimentellen Studie an Labormäusen zeigte sich eine enge Beziehung zwischen der Menge an Immunglobulin E und dem Grad der klinischen Erkrankung, wobei CD4-positive T-Lymphozyten und Interleukin-4 maßgeblich an der Krankheitsentstehung beteiligt waren.[11] In Einzelfällen kann auch eine Typ-IV-Reaktion auftreten. Darüber hinaus werden auch andere immunologische Mechanismen diskutiert, wie eine verzögerte zelluläre Immunantwort auf IgE und eine Überempfindlichkeit der Haut mit Einwanderung basophiler Granulozyten und Degranulation dieser Zellen nach IgE- oder IgG-Bindung.[12]

Klinisches Bild[Bearbeiten]

Das Leitsymptom der Flohallergie beim Hund ist intensiver Juckreiz vor allem in der Lenden-, Leisten- und Schwanzgegend, auf den die Tiere mit Benagen und Belecken reagieren. Als erste Hautveränderung (Primäreffloreszenz) tritt eine kleine Papel auf. Gelegentlich kommt es zu einer Anschwellung der Kniekehllymphknoten. Durch das Benagen und Belecken entwickeln sich im Regelfall weitere Hautveränderungen wie Erosionen und Krusten, ein sogenannter „hot spot“, eine umschriebene, oberflächliche eitrige Hautentzündung (Pyodermie). Auch eine Überwucherung der Haut mit Malassezia pachydermatis, einer Hefe der natürlichen Hautflora, wird häufiger beobachtet, so dass es sekundär zu einer Malassezien-Dermatitis kommt. Bei chronischem Bestehen einer Flohallergie treten Haarausfall, Hyperpigmentierung und Hautverdickung auf.

Miliare Dermatitis bei einer Katze mit Flohallergie

Bei Katzen ist das klinische Bild variabler. Betroffen sind hier vor allem die Schwanzwurzel und Lenden-, Bauch- und Leistenregion sowie der Hals. Das Haupterscheinungsbild ist neben Juckreiz eine Hautentzündung mit hirsekorngroßen Papeln und Krusten (miliare Dermatitis). Auch eine Überempfindlichkeit (Hyperästhesie) des Rückens kann auf eine Flohallergie hinweisen. Bei längerem Bestehen kann fleckiger oder beidseits symmetrischer Haarausfall auftreten. Durch intensives Belecken kann eine flächige, erhabene Hautrötung (eosinophile Plaque) entstehen. Auch ein nichtschmerzhaftes Lippengeschwür mit Einwanderung neutrophiler Granulozyten und bakterieller Sekundärinfektion kann Ausdruck einer Flohallergie sein.[13] Eine Flohallergie kann bei Katzen auch mit Lymphknotenschwellungen einhergehen und ist klinisch nicht immer von einer nichtallergischen Dermatitis nach Flohexposition zu unterscheiden.

Bei Schafen manifestiert sich eine Flohallergie vor allem an den Gliedmaßen[4], bei Mardern ähnelt das klinische Bild dem der Hunde.

Diagnostik[Bearbeiten]

Neben dem klinischen Bild und einer zu erfragenden mangelnden Flohprophylaxe kann man mittels eines Flohkamms Flöhe oder Flohkot im Fell nachweisen. Da Flöhe sich nicht permanent auf dem Wirt aufhalten, ist ein negativer Befund jedoch noch nicht diagnostisch aussagekräftig. Zudem sind insbesondere Katzen durch ihre intensive Fellpflege in der Lage, Flöhe schnell zu beseitigen. Da jedoch bereits ein einziger Flohbiss eine Allergie auslösen kann[8], kann diese alleiniger Hinweis auf eine Flohexposition sein. Ein weiteres Indiz ist der Nachweis der Eier des Gurkenkernbandwurms im Kot, da dieser Flöhe als Zwischenwirt benötigt.

Positiver Intrakutantest

Ein Intrakutantest mit hochgereinigtem Flohspeicheleiweiß ist zur Diagnosesicherung am ehesten geeignet. Die Sensitivität und Spezifität liegt hier über 90 %.[14] Ganzkörperextrakte aus Flöhen haben einen zu geringen Allergengehalt und mit einer Sensitivität von 67 % nur einen begrenzten Wert.[14] Beim Intrakutantest werden 0,05 ml einer Testlösung in die Haut injiziert. Nach 10 bis 20 Minuten entsteht bei positivem Befund eine Quaddel, bei einigen Tieren auch erst nach 24 oder 48 Stunden, so dass eine dreimalige Kontrolle der Reaktion angezeigt ist. Als Positivkontrolle wird an einer anderen Stelle Histamin appliziert. Eine vorangegangene Behandlung mit Glukokortikoiden kann zu falsch negativen Ergebnissen führen. In einem solchen Fall muss der Test nach zwei, bei Depotpräparaten nach sechs Wochen wiederholt werden. Nachteil dieses Tests ist, dass für ihn ein Hautgebiet geschoren werden muss und entsprechende Testlösungen mit begrenzter Haltbarkeit vorrätig gehalten werden müssen.

Die diagnostische Sicherheit von serologischen Untersuchungen von Blutproben mittels ELISA ist nicht unumstritten. Die Sensitivität ist mit 87 % zwar recht hoch, die Spezifität mit 53 % jedoch unzureichend.[14] Da sie für den Tierarzt aber praktikabler sind, werden diese Tests häufiger durchgeführt als der Intrakutantest.

Als „Goldstandard“ gilt der Provokationstest, bei dem 10 frisch geschlüpfte, nüchterne und mikrobiologisch unbedenkliche Flöhe auf das Tier angesetzt werden, allerdings ist dieser Nachweis wenig praxistauglich.[8]

Therapie[Bearbeiten]

Die beste Therapie ist eine konsequente Flohbekämpfung. Dies kann durch regelmäßigen Einsatz langwirksamer Insektizide (z. B. Fipronil, Fluralaner, Imidacloprid, Lufenuron, Metaflumizon, Nitenpyran, Selamectin oder Spinosad) realisiert werden, die auch bei einem Befall therapeutisch eingesetzt werden.[15] Bei nachgewiesenem Befall sollte auch eine Behandlung der Umgebung des Tieres, vor allem des Liegeplatzes und bevorzugter Aufenthaltsorte, erfolgen, da sich Flöhe nicht permanent auf dem Tier aufhalten und die Wirksamkeit der am Tier angewendeten Wirkstoffe auf diesen Teil der Flohpopulation begrenzt ist.[16] Die Umgebungsbehandlung erfolgt durch regelmäßiges Staubsaugen und Waschen von Decken und Teppichen, unterstützt durch eine chemische Flohbekämpfung mit Chlorpyrifos, Permethrin, Propoxur, Fenoxycarb, Methopren bzw. Kombinationen dieser Wirkstoffe (z. B. Bolfo-Plus, Kadox, VetKem).

Gegen die akuten Symptome können als Entzündungshemmer kurzzeitig wirkende Glukokortikoide wie Prednisolon zweimal im Abstand von 48 Stunden („2-Tage-Therapie“) eingesetzt werden. Bei Katzen empfehlen Rosje und Willemse eine fünftägige Prednisolongabe. Antihistaminika sind bei Hunden und Katzen zumeist wirkungslos, da der Juckreiz kaum über Histamin vermittelt wird.

Die bisherigen Studien zu einer Hyposensibilisierung zeigten unzufriedenstellende Ergebnisse, unter Umständen deshalb, weil sie nur mit Floh-Ganzkörperextrakten durchgeführt wurden.

Literatur[Bearbeiten]

  • B. Bigler: Allergische Flohdermatitis. In: P.F. Suter und B. Kohn (Hrsg.): Praktikum der Hundeklinik. Parey, 10. Aufl. 2006, S. 373. ISBN 3-8304-4141-X
  • Ch. Noli und F. Scarampella: Flohbissallergie. In: Praktische Dermatologie bei Hund und Katze. Schlütersche Verlagsanstalt, 2. Aufl. 2005, S. 264-267. ISBN 3-87706-713-1
  • P.J. Rosje und T. Willemse: Flohspeichelallergie. In: M.C. Horzinek (Hrsg.): Krankheiten der Katze. Enke, 3. Aufl. 2003, S. 296-297. ISBN 3-8304-1003-4
  • C.A. Sousa: Fleas, flea allergy, and flea control: a review. Dermatology Online Journal 1997 Dec;3(2):7. (Volltext)
  • George T. Wilkinson und Richard G. Harvey: Farbatlas der Hauterkrankungen bei kleinen Haustieren. Schlütersche, 2. Aufl. 1999. ISBN 3-87706-554-6

Einzelnachweise[Bearbeiten]

  1. S.E. Lee et al.: Salivary antigens of the cat flea, Ctenocephalides felis felis. Parasite Immunol. 1997 Jan;19(1):13-19. PMID 9121836
  2. C.A. Sousa & R.E. Halliwell: The ACVD task force on canine atopic dermatitis (XI): the relationship between arthropod hypersensitivity and atopic dermatitis in the dog. Vet Immunol Immunopathol. 2001 Sep 20;81(3-4):233-237. PMID 11553385
  3. W. Beck, N. Pantchev: Parasitosen der Musteliden. In: Praktische Parasitologie bei Heimtieren. Schlütersche Verlagsgesellschaft, Hannover 2006, S. 125–145, ISBN 3-89993-017-7
  4. a b I. Yeruham et al.: Seasonal allergic dermatitis in sheep associated with Ctenocephalides and Culicoides bites. Vet Dermatol. 2004 Dec;15(6):377-380. PMID 15585013
  5. I. Yeruham: An apparent flea-allergy dermatitis in kids and lambs. Zentralbl Veterinarmed A. 1997 Sep;44(7):391-397. PMID 9360467
  6. S.E. Lee: Putative salivary allergens of the cat flea, Ctenocephalides felis felis. Vet Immunol Immunopathol. 1999 Aug 2;69(2-4):229-237. PMID 10507308
  7. M.J. McDermott et al.: Identification, cloning, and characterization of a major cat flea salivary allergen (Cte f 1). Mol Immunol. 2000 May;37(7):361-375. PMID 11074254
  8. a b c Stefanie Peters: Flohallergie (Flohallergische Dermatitis, FAD) - klinisches Bild, Diagnose und Prinzipien der Therapie. In: Fachpraxis 34 (2010), S. 4–5.
  9. M.J. Wilkerson et al.: The immunopathogenesis of flea allergy dermatitis in dogs, an experimental study. Vet Immunol Immunopathol. 2004 Jun;99(3-4):179-192. PMID 15135984
  10. K. Wuersch et al.: Immune dysregulation in flea allergy dermatitis – a model for the immunopathogenesis of allergic dermatitis. Vet Immunol Immunopathol. 2006 Apr 15;110(3-4):311-323. PMID 16325922
  11. L. Zhao et al.: A rodent model for allergic dermatitis induced by flea antigens. Vet Immunol Immunopathol. 2006 Dec 15;114(3-4):285-296. PMID 17011637
  12. R.E. Halliwell et al.: Aspects of the immunopathogenesis of flea allergy dermatitis in dogs. Vet Immunol Immunopathol. 1987 Dec;17(1-4):483-494. PMID 3433670
  13. S. Colombini et al.: Induction of feline flea allergy dermatitis and the incidence and histopathological characteristics of concurrent indolent lip ulcers. Vet Dermatol. 2001 Jun;12(3):155-161. PMID 11420931
  14. a b c C. Laffort-Dassot et al.: Diagnosis of flea allergy dermatitis: comparison of intradermal testing with flea allergens and a FcepsilonRI alpha-based IgE assay in response to flea control. Vet Dermatol. 2004 Oct;15(5):321-330.
  15. M.K. Rust: Advances in the control of Ctenocephalides felis (cat flea) on cats and dogs. Trends Parasitol. 2005 May;21(5):232-236. PMID 15837612
  16. L.J. Fourie et al.: Control of immature stages of the flea Ctenocephalides felis (Bouche) in carpets exposed to cats treated with imidacloprid. J S Afr Vet Assoc. 2000 Dec;71(4):219-221. PMID 11212931
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