Phototrophie

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Die Rotalge Stylonema alsidii ist phototroph.

Phototrophie oder Fototrophie (von altgriechisch φῶς phos = das Licht + τροφή trophé = die Ernährung) bezeichnet die Nutzung von Licht als Energiequelle durch Lebewesen. Das Licht wird gebraucht, um den energiereichen chemischen Stoff Adenosintriphosphat (ATP) als Energieüberträger und kurzfristigen Energiespeicher zu synthetisieren. Mit dieser ATP-Synthese wandeln Lebewesen die Lichtenergie in chemische Energie.

Nur bestimmte Organismen können Lichtenergie für ihren Stoffwechsel direkt nutzen. Sie heißen phototrophe Organismen oder Phototrophe. Phototrophie ist sowohl unter Prokaryoten (Lebewesen mit Zellen ohne Zellkern) als auch unter Eukaryoten (Lebewesen mit Zellen mit Zellkern) verbreitet.

Die phototrophen Prokaryoten werden stoffwechselphysiologisch in zwei Gruppen gegliedert. Die erste Gruppe nutzt Lichtenergie mit Hilfe von Chlorophyll-Pigmenten (Chlorophylle oder Bacteriochlorophylle). Die zweite Gruppe beschränkt sich auf wenige Archaea. Sie nutzen Lichtenergie mit Hilfe von Rhodopsin-Pigmenten Bacteriorhodopsin, Proteorhodopsin oder Xanthorhodopsin. Diese weisen keine strukturelle Ähnlichkeit mit Chlorophyll-Pigmenten auf. Die phototrophen Eukaryoten zeigen dagegen keine derartige stoffwechselphysiologische Vielfalt. Sie greifen für ihre Phototrophie auf Chlorophyll-Pigmente zurück.

Phototrophie sollte nicht mit Phototropie (Farbänderung bei kristallinen Substanzen und Gläsern durch Lichteinwirkung) verwechselt werden.

Formen der Phototrophie[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Um Phototrophie durchzuführen, benötigen Organismen ganz bestimmte Farbstoffe (Pigmente). Diese besonderen Pigmente sitzen in Biomembranen. Dort absorbieren sie Licht und machen die in ihm enthaltene Strahlungsenergie nutzbar. In phototrophen Organismen wurden bisher zwei verschiedene Klassen solcher Pigmente entdeckt: Chlorophylle (Chlorophylle, Bacteriochlorophylle) und Rhodopsine (Bacteriorhodopsin, Proteorhodopsin, Xanthorhodopsin).

Phototrophie mit Chlorophyllen: Lichtabhängige Reaktion der Photosynthese[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Chlorophill und Elektronentransportkette[1][2]
Die Grünalge Scenedesmus dimorphus wird phototroph durch Photosynthese.

Bei der Photosynthese wird Chlorophyll (oder Bacteriochlorophyll) durch Lichtenergie aus seinem chemischen Grundzustand in einen energiereichen („angeregten“) Zustand versetzt. Im angeregten Zustand gibt ein Chlorophyll-Molekül leicht ein energiereiches Elektron ab.

Das Elektron wird über bestimmte weitere Moleküle fortgereicht (Elektronentransportkette), die ebenfalls in der Biomembran sitzen. Im Zuge des Elektronentransports werden Wasserstoffkerne (Protonen, H+) von einer Seite der Biomembran auf die andere geschaufelt. Darum nimmt ihre Konzentration auf der einen Membranseite zu und gleichzeitig auf der anderen Seite ab. Auf diese Weise entsteht ein hohes H+-Konzentrationsgefälle zwischen beiden Membranseiten (Protonengradient).

Der Protonengradient wird genutzt, um ATP aufzubauen: In die Biomembran eingelassen ist die ATP-Synthase. Diese ist ein Enzym, das die Synthese von ATP aus Adenosindiphosphat (ADP) und Phosphat (Pi) katalysiert. Innerhalb der ATP-Synthase verläuft ein Kanal, der beide Membranseiten verbindet. Durch den Kanal strömen Protonen entlang ihres Konzentrationsgefälles (→ Diffusion). Die kinetische Energie der hindurchströmenden Wasserstoffkerne wird von der ATP-Synthase zur ATP-Synthese verwendet, also in chemische Energie gewandelt (→ Chemiosmose).

Lichtenergie wird genutzt, um einen Protonengradienten aufzubauen. Der Protonengradient wird genutzt, um ATP zu synthetisieren. Dieser phototrophe Vorgang gehört zur sogenannten lichtabhängigen Reaktion der Photosynthese.[3]

Die Anbindung von Pi an andere Stoffe wird Phosphorylierung genannt. Während der lichtabhängigen Reaktion wird ADP mit Hilfe von Licht zu ATP phosphoryliert. Demzufolge heißt der Vorgang Photophosphorylierung.

Es werden verschiedene Formen der Photosynthese unterschieden. Bei der oxygenen Photosynthese werden Wassermoleküle gespalten. Die Spaltung der Wassermoleküle (Photolyse) benötigt ebenfalls Licht und Chlorophyll. Aus den gespaltenen Wassermolekülen wird der Elektronennachschub für die Elektronentransportkette gewonnen. Außerdem wird Sauerstoff frei. Bei der anoxygenen Photosynthese werden für den Elektronennachschub andere organische oder anorganische Stoffe herangezogen und eben kein Wasser. Hierzu wird kein Licht benötigt und es wird kein Sauerstoff frei.[4]

anorganische Elektronendon(at)oren der Photosynthese
Elektronendon(at)or Photosynthese-Form Vorkommen
Eisen-II-Ionen (Fe2+) anoxygene Photosynthese Purpurbakterien[5]
Nitrit (NO2) anoxygene Photosynthese Purpurbakterien[6]
elementarer Schwefel (S0) anoxygene Photosynthese Purpurbakterien[7]
Schwefelwasserstoff (H2S) anoxygene Photosynthese grüne Nichtschwefelbakterien,[8] grüne Schwefelbakterien,[9] Purpurbakterien[10]
Thiosulfat (S2O32−) anoxygene Photosynthese Purpurbakterien[11]
Wasser (H2O) oxygene Photosynthese Cyanobakterien,[12] phototrophe Eukaryoten[13]
Wasserstoff (H2) anoxygene Photosynthese grüne Nichtschwefelbakterien[14]

Phototrophie mit Rhodopsinen[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Haloarchaeen werden mit Bacteriorhodopsin phototroph.
Protonenpumpe Rhodopsin

Die phototrophe ATP-Synthese (Photophosphorylierung) mit Hilfe von Bacteriorhodopsin, Proteorhodopsin oder Xanthorhodopsin verläuft ebenfalls chemiosmotisch. Ein Rhodopsin besteht aus einem Protein, das eine ganze Biomembran durchspannt (Transmembranprotein). In dem Eiweiß befindet sich ein Molekül namens Retinal.

Fällt Licht einer bestimmten Wellenlänge auf das Retinal, verändert das Molekül seine Gestalt. Dabei gibt es ein Proton an die Außenseite der Biomembran ab. Dem Retinal wird daraufhin von der Membraninnenseite ein neuer Wasserstoffkern zugeführt. Mit dem neuen Proton fällt das Molekül zurück in seine Ausgangsgestalt – bis es wieder von Licht getroffen wird, es seine Gestalt erneut ändert und ein weiteres Mal ein Proton an die Membranaußenseite abgibt. Auf diese Weise entsteht bei einer Rhodopsin-basierten Phototrophie ein hohes H+-Konzentrationsgefälle zwischen beiden Membranseiten (Protonengradient).
Der Protonengradient wird abgebaut, indem durch den Kanal einer ATP-Synthase Protonen entlang ihres Konzentrationsgefälles auf die Membraninnenseite zurück strömen. Die kinetische Energie der hindurch strömenden Wasserstoffkerne wird zur ATP-Synthese genutzt (→ Funktion des Bacteriorhodopsins).[15]

Phototrophe Organismen[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Phototrophe Prokaryoten[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Verschiedene Prokaryoten haben verschiedene Formen der Phototrophie evolviert. Einerseits entwickelte sich die ATP-Synthese mit Hilfe der Pigmente Bacteriorhodopsin, Proteorhodopsin oder Xanthorhodopsin.[16][17] Andererseits evolvierte unabhängig davon die Phototrophie mit Hilfe von Chlorophyll-Pigmenten, die Photosynthese.[18] Für viele der phototrophen Prokaryoten ist Phototrophie nicht die einzige Möglichkeit des Energiestoffwechsels. Gerade bei Dunkelheit können sie eventuell auf verschiedene Wege der chemotrophischen Energiebereitstellung ausweichen.

Phototrophe Prokaryoten
Prokaryoten Stoff- und Energiewechsel Phototrophie-Form
Cyanobakterien Photolithoautotrophie (Photohydroautotrophie) oxygene Photosynthese[19]
grüne Nichtschwefelbakterien Photoorganoheterotrophie oder Photolithoautotrophie anoxygene Photosynthese des Typs II[20]
grüne Schwefelbakterien Photolithoautotrophie oder Photoorganoheterotrophie anoxygene Photosynthese des Typs I[21], sogar an hydrothermalen Quellen der Tiefsee[22]
Haloarchaeen Photoorganoheterotrophie Phototrophie mit Bacteriorhodopsin[23]
Heliobakterien Photoorganoheterotrophie anoxygene Photosynthese des Typs I[24]
Nichtschwefelpurpurbakterien Photolithoautotrophie oder Photoorganoheterotrophie anoxygene Photosynthese des Typs II[25][26][27]
Thermoplasmaten Photoorganoheterotrophie Phototrophie mit Proteorhodopsin[28]
α-Proteobakterien Photoorganoheterotrophie anoxygene Photosynthese des Typs II[29][30] oder Phototrophie mit Proteorhodopsin[31]
Fulvimarina pelagi

(ein α-Proteobakterium)

Photoorganoheterotrophie anoxygene Photosynthese des Typs II und Phototrophie mit Xanthorhodopsin[32][33]
β-Proteobakterien Photoorganoheterotrophie anoxygene Photosynthese des Typs II[34]
γ-Proteobakterien Photoorganoheterotrophie anoxygene Photosynthese des Typs II[35] oder Phototrophie mit Proteorhodopsin[36]
Flavobakterien Photoorganoheterotrophie Phototrophie mit Proteorhodopsin[37][38]
Salinibacter ruber

(ein extrem halophiles Bakterium)

Photoorganoheterotrophie Phototrophie mit Xanthorhodopsin[39][40]
Schwefelpurpurbakterien Photolithoautotrophie anoxygene Photosynthese des Typs II[41]

Phototrophe Eukaryoten[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Eukaryoten waren ursprünglich nicht phototroph. Einige Eukaryoten erlangten jedoch die Fähigkeit zur Phototrophie, indem sie Lebensgemeinschaften zu gegenseitigem Nutzen (Mutualismen) mit phototrophen Organismen eingingen. Solche Mutualismen entstanden mehrfach, zu verschiedenen Zeiten und unabhängig voneinander. Plastiden stellen die am weitesten fortgeschrittene Form des phototrophen Mutualismus dar (→ Endosymbiontentheorie).[42]

Die meisten der phototrophen Eukaryoten betreiben eine Form der Photolithoautotrophie, die manchmal gesondert als Photohydroautotrophie benannt wird.[43] Das heißt, dass sie Kohlenhydrate ausschließlich mit Licht, Wasser und Kohlendioxid synthetisieren. Diese phototrophen Eukaryoten betreiben oxygene Photosynthese mit Hilfe ihrer mutualistischen Partner. Dabei stellt die Phototrophie für einige phototrophe Eukaryoten nicht die einzige Nährstoffquelle dar. Sie können sich darüber hinaus noch chemoorganoheterotroph ernähren, indem sie sich dadurch mit Nährstoffen versorgen, dass sie andere Organismen ganz oder teilweise fressen. Derlei sich sowohl autotroph als auch heterotroph ernährende Lebensformen betreiben Mixotrophie.[44]

Algen und Landpflanzen[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Die bekanntesten phototrophen Eukaryoten beherbergen in ihren Zellen phototrophe Plastiden, die Chloroplasten. Das Chloroplasten-Organell entstand ein einziges Mal und das vor ungefähr 1,6 Milliarden Jahren. Damals gelang es, ein Cyanobakterium dauerhaft innerhalb der eukaryotischen Zelle zu halten. Es entstanden sogenannte primäre Chloroplasten.[45]

Später haben andere Eukaryoten solche Eukaryoten mitsamt ihren primären Chloroplasten in sich aufgenommen. Die aufgenommenen Eukaryoten wurden allmählich abgebaut, bis fast nur noch ihre primären Chloroplasten übrig waren. Auf diese Weise entstanden sekundäre, komplexe Chloroplasten.[46] Besonders vielfältig verlief die Chloroplasten-Aufnahme bei den Panzergeißlern. In dieser Gruppe wurden Chloroplasten offenbar mehrfach und unabhängig voneinander erlangt. Einige Panzergeißler besitzen sekundäre Chloroplasten, die von hineingezogenen Grünalgen stammten.[47] Viele andere besitzen sogar tertiäre Chloroplasten. Sie stammten von aufgenommenen Kieselalgen,[48] Schlundgeißlern[49] oder Kalkalgen,[50][51][52][53][54][55] die selbst wiederum sekundäre Chloroplasten besaßen.

Wenn sich die phototrophen eukaryotischen Zellen teilen, vermehren sich parallel dazu in ihnen auch ihre Chloroplasten. Eukaryoten mit solchen Chloroplasten werden sehr grob zusammengefasst unter der Bezeichnung Algen. Die meisten Algen zählen zu den Mikroalgen. Sie bleiben mikroskopisch klein, leben häufig als Einzeller oder bilden Zellkolonien oder Coenobien von sehr begrenzter Zellzahl. Wenige Algengruppen haben vielzellige Formen entwickelt. Solche Makroalgen finden sich ausschließlich unter den Rhodophyta (Rotalgen), den Phaeophyta (Braunalgen) und den Chloroplastida (Grünalgen u.ä.).[56]

Einer einzigen Gruppe von Algen gelang die dauerhafte Besiedlung des Landes. Sie gehörten zu den Streptophytina, die zu den Charophyta zählen, welche wiederum den Chloroplastida zugeordnet werden.[57] Die Chloroplasten aller Chloroplastida erscheinen grün. Die ältesten Fossilien grüner Landpflanzen besitzen ein Alter von 475 Millionen Jahren. Es handelt sich um Sporen von Gewächsen, die zu den Lebermoosen gezählt haben dürften.[58] Die heutigen Landpflanzen können gegliedert werden in Moose und in Tracheophyta (Gefäßpflanzen).

Algen i.w.S. und Landpflanzen[59]
eukaryotische Großgruppe phototropher Mutualist
Chlorarachniophyta (Grüne Scheinfüßer) komplexe Chloroplasten
Chloroplastida: Chlorophyta (Grünalgen), Embryophyta (Landpflanzen) u.a. Chloroplasten
Chrysophyta (Goldalgen): Bacillariophyceae (Kieselalgen), Chrysophyceae (Goldbraune Algen), Xanthophyceae (Gelbgrüne Algen) komplexe Rhodoplasten
Cryptophyta (Schlundgeißler) komplexe Rhodoplasten
Dinophyta (Panzergeißler) komplexe Rhodoplasten
Euglenophyta (Augengeißler) komplexe Chloroplasten
Glaucophyta Cyanellen
Haptophyta (Kalkalgen) komplexe Rhodoplasten
Phaeophyta (Braunalgen) Phaeoplasten (komplexe Rhodoplasten)
Rhodophyta (Rotalgen) Rhodoplasten

Phototrophe Protisten ohne Chloroplasten[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Neben den phototrophen Protisten mit Chloroplasten existieren viele weitere phototrophe Einzeller, die aber keine Chloroplasten besitzen. Diese Protisten erlangen die Fähigkeit zur Phototrophie auf andere Weise. Es geschieht häufig, indem sie andere phototrophe Einzeller – Cyanobakterien oder Zoochlorellen – in sich aufnehmen.

Eine bemerkenswerte Ausnahme stellt hierbei Oxyrrhis marina dar. Der Einzeller benutzt zur Phototrophie ein Rhodopsin-Pigment. Jene Form der Phototrophie ist unter Prokaryoten weit verbreitet, unter Eukaryoten jedoch wahrscheinlich höchst selten. Zwar kommen Rhodopsine weitläufig unter Eukaryoten vor. Allerdings dienen sie hier gemeinhin nicht der Phototrophie, sondern der Rezeption.[60]

Phototrophe Protisten ohne Chloroplasten[61] (kleine Auswahl[62])
Protist eukaryotische Großgruppe besonderer phototropher Mutualist

oder andere Form der Phototrophie

Auranticordis quadriverberis Cercozoa Cyanobakterien[63]
Großforaminiferen Foraminifera (Kammerlinge) Zoochlorellen oder Zooxanthellen[64]
Hatena arenicola Cryptophyta (Schlundgeißler) Nephroselmis (eine Grünalgen)[65]
Oxyrrhis marina Dinozoa Phototrophie mit Proteorhodopsin[66]
Paramecium bursaria Ciliophora (Wimpertierchen) Zoochlorellen[67]
Paulinella chromatophora Cercozoa Cyanobakterien (Prochlorococcus oder Synechococcus)[68][69]
Stentor polymorphus Ciliophora (Wimpertierchen) Zoochlorellen[70]

Phototrophe Opisthokonta[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Nicht nur Algen, Landpflanzen und bestimmte Protisten betreiben Phototrophie. Auch unter den Opisthokonta – also unter Pilzen und Tieren – konnten einige Gruppen zur phototrophen Lebensweise übergehen. Die Phototrophie wurde auf sehr unterschiedlichen Wegen erreicht.

  • Phototrophie mit Photobionten: Lichenes (Flechten) sind Mutualismen zwischen Pilzen und phototrophen Einzellern, die zusammenfassend Photobionten genannt werden. Viele Photobionten sind ein- oder wenigzellige Chlorophyta (Grünalgen). Die übrigen Photobionten stammen aus der Gruppe der Cyanobakterien.[71]
  • Phototrophie mit Zooxanthellen: Noch häufiger als Zoochlorellen werden Zooxanthellen als phototrophe Mutualisten von Tieren genutzt. Am weitesten verbreitet sind Zooxanthellen der Gattung Symbiodinium, die zu den Panzergeißlern gehören.[81] Viele Nesseltiere beherbergen Zooxanthellen, allen voran die verschiedenen Korallen. Zooxanthellen finden sich aber auch in vielen Seeanemonen, beispielsweise in der Wachsrose (Anemonia sulcata),[82] in der Sonnenrose (Cereus pedunculatus)[83] und – neben Zoochlorellen – in den grünen Riesenanemonen Anthopleura elegantissima und Anthopleura xanthogrammica.[84] Zooxanthellen kommen weiterhin in einigen Quallen vor. Zum Beispiel bei den Schirmquallen Mastigias papua[85] und Linuche unguiculata[86] und bei der Mangrovenqualle Cassiopea xamachana.[87] Außerhalb der Nesseltiere wurden bisher nur wenige Fälle für tierische Mutualismen mit Zooxanthellen gefunden. Zumindest aber kommen sie vor in der Acoelomorpha-Gattung Waminoa[88][89] und in Tridacnidae, den Riesenmuscheln.[90]
  • Phototrophie mit Kleptoplastiden: Vertreter der Sacoglossa (Schlundsackschnecken) rauben Chloroplasten von Grünalgen. Sie betreiben Kleptoplastie.[91] Dazu fressen sie Zellen bestimmter Grünalgen. Im Darm werden die Chloroplasten aus den gefressenen Zellinhalten entfernt. Sie werden daraufhin durch den Schneckenkörper transportiert. Schließlich werden die Chloroplasten in Vakuolen in Hautzellen gelagert.[92] Diese Chloroplasten, die ursprünglich von den gefressenen Grünalgen geraubt worden waren, werden Klepto(chloro)plast(id)en genannt. Die bekanntesten phototrophen Vertreter der Schlundsackschnecken sind die grüne Samtschnecke (Elysia viridis)[93] und ihre nahe Verwandte Elysia chlorotica.[94][95]
  • Phototrophie mit Xanthopterin: Die orientalische Hornisse (Vespa orientalis) scheint eine gänzlich neuartige Form der Phototrophie evolviert zu haben. Sie benutzt dazu den gelben Farbstoff Xanthopterin in der Cuticula ihres Außenskeletts.[96]

Siehe auch[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Literatur[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

  • Donat-Peter Häder (Hrsg.): Photosynthese. Stuttgart/ New York 1999, ISBN 3-13-115021-1.
  • M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2.
  • U. Sonnewald: Physiologie. In: Strasburger Lehrbuch der Botanik. Heidelberg 2008, ISBN 978-3-8274-1455-7.
  • J. Overmann, F. Garcia-Pichel: The Phototrophic Way of Life. In: The Prokaryotes, Vol. 2: Ecophysiology and Biochemistry. New York 2006, ISBN 0-387-30742-7.

Einzelnachweise[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

  1. bph.rub.de
  2. bph.rub.de
  3. U. Sonnewald: Physiologie. In: Strasburger Lehrbuch der Botanik. Heidelberg 2008, ISBN 978-3-8274-1455-7, S. 274.
  4. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 604–617.
  5. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 613–614.
  6. B. M. Griffin, J. Schott, B. Schink: Nitrite, an electron donor for anoxygenic photosynthesis. In: Science. 316, 2007, S. 1870 doi:10.1126/science.1139478
  7. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 613–614.
  8. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 621.
  9. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 613–614.
  10. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 456.
  11. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 613–614.
  12. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 444–447.
  13. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 448–449.
  14. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 621.
  15. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 478.
  16. A. K. Sharma, J. L. Spudich, W. F. Doolittle: Microbial rhodopsins: functional versatility and genetic mobility. In: Trends in Microbiology. 14, 2006, S. 463–469 doi:10.1016/j.tim.2006.09.006
  17. A. Martinez, A. S. Bradley, J. R. Waldbauer, R. E. Summons, E. F. DeLong: Proteorhodopsin photosystem gene expression enables photophosphorylation in a heterologous host. In: PNAS 104, 2007, S. 5590–5595 doi:10.1073/pnas.0611470104
  18. D. A. Bryant, Frigaard N-U: Prokaryotic photosynthesis and phototrophy illuminated. In: Trends in Microbiology. 14, 2006, S. 488–496 doi:10.1016/j.tim.2006.09.001
  19. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 444–447.
  20. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 465.
  21. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 456.
  22. J. T. Beatty, J. Overmann, M. T. Lince, A. K. Manske, A. S. Lang, R. E. Blankenship, Van Dover CL, Martinson TA, Plumley FG: An obligately photosynthetic bacterial anaerobe from a deep-sea hydrothermal vent. In: PNAS. 102, 2005, S. 9306–9310 doi:10.1073/pnas.0503674102 (pdf)
  23. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München, 2006: 476,478, ISBN 3-8273-7187-2.
  24. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 431.
  25. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 376.
  26. E. Duchow, H. C. Douglas: Rhodomicrobium vannielii, a new photoheterotrophic bacterium. In: Journal of bacteriology. 58, 1949, S. 409–416 (pdf)
  27. K. L. Straub, F. A. Rainey, F. Widdell: Rhodovulum iodosum sp. nov. and Rhodovulum robiginosum sp. nov., two new marine phototrophic ferrous-iron-oxidizing purple bacteria. In: International Journal of Systematic Bacteriology. 49, 1999, S. 729–735. PMID 10319496
  28. N. U. Frigaard, A. Martinez, T. J. Mincer, E. F. DeLong: Proteorhodopsin lateral gene transfer between marine planktonic Bacteria and Archaea. In: Nature 439, 2006, S. 847–850 doi:10.1038/nature04435
  29. V. V. Yurkov, J. T. Beatty: Aerobic Anoxygenic Phototrophic Bacteria. In: Microbiology and Molecular Biology Reviews. 62, 1998, S. 695–724 PMC 98932 (freier Volltext)
  30. N. Jiao, Y. Zhang, Y. Zeng, N. Hong, R. Liu, F. Chen, P. Wang: Distinct distribution pattern of abundance and diversity of aerobic anoxygenic phototrophic bacteria in the global ocean. In: Environmental Microbiology. 9, 2007, S. 3091–3099 doi:10.1111/j.1462-2920.2007.01419.x (pdf)
  31. de la Torre JR, Christianson LM, Béjà O, Suzuki MT, Karl DM, Heidelberg J, DeLong EF: Proteorhodopsin genes are distributed among divergent marine bacterial taxa. In: PNAS. 100 (2003): 12830–12835 doi:10.1073/pnas.2133554100
  32. J. C. Cho, S. J. Giovannoni: Fulvimarina pelagi gen. nov., sp. nov., a marine bacterium that forms a deep evolutionary lineage of descent in the order "Rhizobiales". In: International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 53, 2003, S. 1853–1859 doi:10.1099/ijs.0.02644-0
  33. I. Kang, H. M. Oh, S. I. Lim, S. Ferriera, S. J. Giovannoni, J. C. Cho: Genome Sequence of Fulvimarina pelagi HTCC2506T, a Mn(II)-Oxidizing Alphaproteobacterium Possessing an Aerobic Anoxygenic Photosynthetic Gene Cluster and Xanthorhodopsin. In: Journal of Bacteriology. 192, 2010, S. 4798–4799 doi:10.1128/JB.00761-10
  34. N. Jiao, Y. Zhang, Y. Zeng, N. Hong, R. Liu, F. Chen, P. Wang: Distinct distribution pattern of abundance and diversity of aerobic anoxygenic phototrophic bacteria in the global ocean. In: Environmental Microbiology. 9, 2007, S. 3091–3099. doi:10.1111/j.1462-2920.2007.01419.x (pdf)
  35. N. Jiao, Y. Zhang, Y. Zeng, N. Hong, R. Liu, F. Chen, P. Wang: Distinct distribution pattern of abundance and diversity of aerobic anoxygenic phototrophic bacteria in the global ocean. In: Environmental Microbiology. 9, 2007, S. 3091–3099 doi:10.1111/j.1462-2920.2007.01419.x (pdf)
  36. L. Gómez-Consarnau, N. Akram, K. Lindell, A. Pedersen, R. Neutze, D. L. Milton, J. M. González, J. Pinhassi: Proteorhodopsin Phototrophy Promotes Survival of Marine Bacteria during Starvation. In: PLoS Biology. 8 (2010), S. e1000358. doi:10.1371/journal.pbio.1000358
  37. L. Gómez-Consarnau, J. M. González, M. Coll-Lladó, P. Gourdon, T. Pascher, R. Neutze, C. Pedrós-Alió, J. Pinhassi: Light stimulates growth of proteorhodopsin-containing marine Flavobacteria. In: Nature. 445, 2007, S. 210–213 doi:10.1038/nature05381
  38. T. Riedel, J. Tomasch, I. Buchholz, J. Jacobs, M. Kollenberg, G. Gerdts, A. Wichels, T. Brinkhoff, H. Cypionka, I. Wagner-Döbler: Constitutive expression of the proteorhodopsin gene by a flavobacterium strain representative of the proteorhodopsin-producing microbial community in the North Sea. In: Applied and Environmental Microbiology. 76, 2010, S. 3187–3197 doi:10.1128/AEM.02971-09
  39. J. Antón, A. Oren, S. Benlloch, F. Rodríguez-Valera, R. Amann, R. Rosselló-Mora: Salinibacter ruber gen. nov., sp. nov., a novel, extremely halophilic member of the Bacteria from saltern crystallizer ponds. In: International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 52, 2002, S. 485–491. PMID 11931160.
  40. J. K. Lanyi, S. P. Balashov: Xanthorhodopsin: a bacteriorhodopsin-like proton pump with a carotenoid antenna. In: Biochimica et Biophysica Acta (BBA). - Bioenergetics 1777, 2008, S. 684–688. doi:10.1016/j.bbabio.2008.05.005
  41. M. T. Madigan, J. M. Martinko: Brock Mikrobiologie. München 2006, ISBN 3-8273-7187-2, S. 375.
  42. P. J. Keeling: Diversity and evolutionary history of plastids and their hosts. In: American Journal of Botany. 2004, S. 1481–1493 doi:10.3732/ajb.91.10.1481
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