Erlenmeyerkolben

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Emil Erlenmeyer

Der Erlenmeyerkolben (Synonym Schüttelkolben) wurde im Jahr 1860 von Emil Erlenmeyer (1825–1909) – einem deutschen Chemiker – entwickelt. Er ist ein Glasgefäß mit einem – im Gegensatz zum Becherglas – nach oben hin enger werdenden Hals.[1] Er wird als Laborgerät genutzt. Im Laborgebrauch existieren verschiedene Ausführungen des Erlenmeyerkolbens, die Enghals-(DIN 12380/ISO 1773) und die Weithals-Form (DIN 12385) mit Bördelrand und Teilung und je nach Anwendung auch Kolben mit Normschliff (DIN EN ISO 4797), z. B. auch für Zerstäuber oder Jodzahlkolben ohne und mit Kragen.

Durch den sich verjüngenden Hals ist die Gefahr, dass bei Zugabe von Substanzen, beim Schwenken, Rühren oder Sieden Flüssigkeiten aus dem Kolben unkontrolliert entweichen, deutlich kleiner als bei Bechergläsern.

So können im Erlenmeyerkolben bequem z. B. Flüssigkeiten vermischt oder Lösungsvorgänge durch – auch relativ heftiges – Schwenken oder Rühren beschleunigt werden. Er eignet sich – wie der Rundkolben – auch gut für den Magnetrührer, kann aber wegen seines flachen Bodens direkt abgestellt werden. (Der Rundkolben hingegen benötigt einen Korkring oder ein Stativ für den festen Stand, letzteres macht ein Schwenken mit der Hand oder ein häufiges Prüfen durch Halten ins Gegenlicht unmöglich.)

Dünnwandige Erlenmeyerkolben dürfen nicht einem Vakuum ausgesetzt werden, da wegen des flachen Bodens Implosionsgefahr besteht. Eine dickwandige Sonderform des Erlenmeyerkolbens ist die Saugflasche.

Erlenmeyerkolben werden vorwiegend aus Glas (heute überwiegend Borosilikatglas) gefertigt, manchmal jedoch auch aus verschiedenen Kunststoffen wie Polycarbonat, Polyethylenterephthalat-Copolyester (PETG), Polymethylpenten, Polypropylen oder Polytetrafluorethylen (PTFE). Traditionell werden Erlenmeyerkolben zur Verhinderung von Kontaminationen mit Stopfen verschlossen, es gibt jedoch auch Modelle mit Schraubverschluss. Die Volumina reichen von 25 bis 5000 ml. Glaskolben sind chemisch beständig gegen Lösungsmittel, starke Säuren oder alkalische Lösungen und können einfach gereinigt sowie autoklaviert werden, so dass sie mehrfach verwendet werden können. Kunststoff-Kolben sind je nach verwendetem Material bedingt lösungsmittelresistent sowie eingeschränkt autoklavierbar und kommen in der Regel als Einmalartikel zum Einsatz.

Weithalsige Erlenmeyerkolben wurden früher auch als Maulaffen bezeichnet.[2]

Anwendungen[Bearbeiten]

  • Durchmischung: Durch Schwenken oder Rühren können im Erlenmeyerkolben Flüssigkeiten vermischt oder Lösungsvorgänge beschleunigt werden. Durch den flachen Boden sind Erlenmeyerkolben standsicher und können auf Magnetrührern zum Vermischen von Substanzen eingesetzt werden. Die kegelförmige Form und der enger werdende Hals reduzieren die Spritzgefahr im Vergleich zu offenen Bechergläsern.
  • Erhitzen: Erlenmeyerkolben aus Glas eignen sich zum Erhitzen von Flüssigkeiten.
  • Kultivierung von Mikroorganismen: Zur Kultivierung aerober Mikroorganismen werden mechanisch geschüttelte Kulturgefäße, meist Erlenmeyerkolben, verwendet. Der mit der Flüssigkultur befüllte Kolben wird auf einer Schüttelmaschine bei konstanter Temperatur inkubiert. Die Größe der verwendeten Erlenmeyerkolben variiert dabei anwendungsspezifisch vom Milliliter- bis Liter-Maßstab. Schikanen (nach innen gerichtete Vorsprünge) im Erlenmeyerkolben erhöhen den durch die Schüttelbewegung bedingten Gasaustausch zwischen der Suspension mit der Gasphase. Dadurch werden bei höheren Schüttelgeschwindigkeiten ein gesteigerter Sauerstoffeintrag und ein stärkeres Wachstum der kultivierten Organismen, insbesondere von Bakterien, erreicht.[3] Diese Art der Kultivierung wird oft verwendet, bevor technisch anspruchsvollere Kultivierungen im Laborfermenter durchgeführt werden.

Sauerstoffversorgung in Schüttelkulturen[Bearbeiten]

Die ausreichende Versorgung einer Flüssigkultur mit Sauerstoff sowie ein pH-Optimum sind Grundvoraussetzung für alle zellulären Prozesse. Die Sauerstoffkonzentration in Flüssigmedien ist abhängig von der Menge an im Medium gelöstem Sauerstoff, von der Sauerstoffmenge in der Gasphase oberhalb des Kulturmediums sowie von der Menge an Gasblasen im Medium. Dabei ist für die Effizient des Sauerstoffeintrages (Volumenbezogener Stoffübergangskoeffizient, Synonym kLa-Wert) in das Kultivierungsgefäß auch die Größe der Gasblasen, welche durch Durchmischungsbewegungen entstehen, von entscheidender Bedeutung.[4] Zur Reduzierung der Schaumbildung werden in gerührten Bioreaktoren z.T. Antischaummittel zugesetzt, welche zu einer erheblichen Absenkung des kLa-Wertes führen.[4][5] Traditionelle Stopfen und die Länge des Kolbenhalses reduzieren die Versorgung der Flüssigkultur mit Sauerstoff ebenfalls.[6][7] Im Gegensatz dazu erhöhen Erlenmeyerkolben mit Schikanen sowohl die Durchmischung der Flüssigkeit als auch die für den Sauerstofftransfer verfügbare Oberfläche an der Luft-Flüssigkeits-Grenze und führen somit zu einer besseren Gasversorgung der Zellen.[7]

Die Überwachung der Sauerstoffversorgung und anderer physikochemischer Umgebungsparameter (z.B. pH, gelöstes Kohlendioxid) in Schüttelkolben ist vor allem in der Bioprozesstechnologie bedeutend, um die Lebensbedingungen der Flüssigkultur konstant zu halten. Neben klassischen chemischen und elektrochemischen Verfahren zur Sauerstoffbestimmung kommen heute vermehrt Lumineszenz-basierte Technologien zum Einsatz. Vorteil dieser optischen Messmethoden ist, dass kein Sauerstoff im Medium verbraucht wird, die Messung unabhängig vom pH-Wert und der Ionenstärke ist [8] und sogar mehrere Stoffwechselparameter unter sterilen Bedingungen ohne Probennahme parallel bestimmt werden können.[9] Durch diese Online-Kontrolle können bei Flüssigkulturen kritische Prozessparameterkonzentrationen rechtzeitig erkannt und durch Medienwechsel oder Weiterverarbeitung der Kultur behoben werden.

Für eine gute Belüftung und Durchmischung der Flüssigkultur ist weiterhin die Rotation der Flüssigkeit „in Phase“ wichtig, d.h. die synchrone Bewegung mit der Schüttelbewegung des Tablars. Die geschüttelte Kultur kann unter bestimmten Bedingungen „außer Phase“ (engl. out of phase phenomenon) geraten. Dabei schwappt die Flüssigkeit unkontrolliert am Boden des Kolbens, was eine schlechte Durchmischung, einen reduzierten Gas-Flüssigkeits-Stofftransfer sowie einen reduzierten Leistungseintrag zur Folge hat. Hauptfaktor für das „außer Phase geraten“ einer Flüssigkultur ist die Viskosität des Mediums. Aber auch kleine Schütteldurchmesser, geringe Füllstände und viele und/oder große Schikanen begünstigen die Zustandsänderung. [10][11][12]

Literatur[Bearbeiten]

  1. Wörterbücher der Biologie – Biotechnologie Teil II, Herausgegeben von D. Schlee und H.-P. Kleber: Gustav-Fischer Verlag, Jena, 1991, ISBN 3-334-00311-6, S. 923.
  2. Lehrbuch der Anorganischen Chemie, Verlag Walter de Gruyter & Co, Berlin, 1985, ISBN 3110075113, S. 7.
  3. Taschenatlas der Biotechnologie und Gentechnik, Wiley-VCH Verlag GmbH, Weinheim, 2002, ISBN 3-527-30865-2, S. 192.

Weblinks[Bearbeiten]

 Commons: Erlenmeyerkolben – Sammlung von Bildern, Videos und Audiodateien

Einzelnachweise[Bearbeiten]

  1. Brockhaus ABC Chemie, VEB F. A. Brockhaus Verlag Leipzig 1965, S. 702−703.
  2. Handbuch der Arbeitsmethoden in der anorganischen Chemie. Herausgegeben von Arthur Stähler et al, Veith & Co., Leipzig 1913, S. 99.
  3. Schiefelbein S, Fröhlich A, John GT, Beutler F, Wittmann C, Becker J: Oxygen supply in disposable shake-flasks: prediction of oxygen transfer rate, oxygen saturation and maximum cell concentration during aerobic growth. In: Biotechnology Letters. 35, Nr. 8, 2013, doi:10.1007/s10529-013-1203-9, PMID 23592306.
  4. a b Praxis der Bioprozesstechnik mit virtuellem Praktikum, Herausgegeben von V.C. Hass und R. Pförtner, Springer Spektrum, Wiesbaden, 2009, ISBN 978-3-8274-1795-4. Seite 19f.
  5. Routledge S: Beyond de-foaming: The effects of antifoams on bioprocess productivity. In: Computational and Structural Biotechnology Journal. 3, Nr. 4, 2012, doi:10.5936/csbj.201210014. PMID 24688674.
  6. Schultz JS: Cotton closure as an aeration barrier in shaken flask fermentation. In: Journal of Applied Microbiology. 12, Nr. 4, 1964, PMC 1058122 (freier Volltext).
  7. a b Gupta A, Rao G: A Study Of Oxygen Transfer in Shake Flasks Using a Non-Invasive Oxygen Sensor. In: Biotechnoly and Bioengineering. 84, Nr. 3, 2003, PMID 12968289.
  8. Amao Y. Probes and polymers for optical sensing of oxygen. In: Mikrochimica Acta. 143, Nr. 1, 2003, doi:10.1007/s00604-003-0037-x.
  9. Anderlei T, Zang W, Papaspyrou M, Büchs J: Online respiratory activity measurement (OTR, CTR, RQ) in shake flasks. In: Biochemical Engineering Journal 17, Nr. 3, 2004, doi:10.1016/S1369-703X(03)00181-5.
  10. Buechs J, Maier U, Milbradt C, Zoels B: Power consumption in shaking flasks on rotary shaking machines: II. Nondimensional description of specific power consumption and flow regimes in unbaffled flasks at elevated liquid viscosity. In: Biotechnology and Bioengineering, 68, Nr. 6, 2000, PMID 10799984.
  11. Buechs J, Lotter S, Milbradt C: Out-of-phase operation conditions, a hitherto unknown phenomenon in shaking bioreactors, In: Biochemical Engineering Journal, 7, Nr. 2, 2001, doi:10.1016/S1369-703X(00)00113-3.
  12. Peter CP, Lotter S, Maier U, Buechs J: Impact of out-of-phase conditions on screening results in shaking flasks experiments In: Biochemical Engineering Journal 17, 2004, doi:10.1016/S1369-703X(03)00179-7.