Hämatoxylin-Eosin-Färbung

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HE-Färbung von Pankreasgewebe mit Langerhansscher Insel (heller Bereich)
Feingeweblicher Schnitt der Endometriumsdrüsen nach HE-Färbung

Die Hämatoxylin-Eosin-Färbung oft abgekürzt als HE-Färbung, ist ein Färbeverfahren in der Histologie, mit dem die verschiedenen Strukturen eines feingeweblichen Schnittes angefärbt werden können.

Eigenschaften[Bearbeiten]

Die Hämatoxylin-Eosin-Färbung dient der Unterscheidung verschiedener Gewebestrukturen im mikroskopischen Bild anhand von zwei verschiedenen Einzelfärbungen und ist eine der am weitesten verbreiteten Routinefärbemethoden für morphologische Untersuchungen. In der Pathologie können mit Hilfe dieser Übersichtsfärbung krankhafte Veränderungen in Biopsien und Operationspräparaten untersucht werden. Die Methode dauert je nach verwendeten Protokollen und Färbelösungen zwischen fünf und 45 Minuten und ist oftmals Teil einer umfangreichen Gewebeverarbeitung, die ein bis mehrere Tage umfasst. Auch in der Forschung findet die HE-Färbung vielfältige Anwendung, insbesondere als Übersichtsfärbung vor der Anfertigung von immunhistochemischen Färbungen zur Untersuchung verschiedener Aspekte, wie z. B. bei der Diagnostik von Tumoren.[1] Tumoren mit einem Durchmesser von unter 0,2 mm können teilweise übersehen werden, weshalb die Hämatoxylin-Eosin-Färbung oftmals parallel zur Immunfärbung verwendet wird.[2]

Hämatoxylin ist ein natürlicher Farbstoff aus dem Blauholzbaum. Um seine färbende Eigenschaft zu entwickeln, muss er zu Hämatein oxidiert werden. Alaunhämatoxylin, ein basischer Hämateinlack, als „Hämalaun“ in der histologischen Technik gern verwendet, färbt alle sauren beziehungsweise basophilen Strukturen blau, insbesondere Zellkerne mit der darin enthaltenen Desoxyribonukleinsäure (DNA) und das mit Ribosomen angereicherte raue endoplasmatische Retikulum (rER, engl. rough endoplasmic reticulum).

Eosin ist ein synthetischer saurer Farbstoff und färbt alle acidophilen beziehungsweise basischen (eosinophilen) Strukturen rot, vor allem Zellplasmaproteine, Mitochondrien, das glatte endoplasmatische Retikulum (sER, engl. smooth endoplasmic reticulum), Kollagen und Keratin.[3]

Nach der Hämatoxylin-Färbung erscheinen die Zellkerne zunächst rötlich-braun aufgrund des niedrigen pH-Wertes der Färbelösung. Durch Erhöhung des pH-Wertes (Bläuen) schlägt der Farbton in das typische Blauviolett um; dies wird häufig einfach mittels Spülen in Leitungswasser bewirkt, es gibt aber auch spezielle Pufferlösungen zu diesem Zweck (Scott-Puffer), da Wasserwerke sich vorbehalten, das Wasser bei Bedarf zu chloren, und das Chlor die Färbung zerstört. Anschließend folgt die Zytoplasma-Färbung in einer alkoholischen oder wässrigen Lösung von Eosin. Durch weitere Spülschritte über Alkohollösungen in aufsteigender Konzentration bis zu absolutem Alkohol wird das Wasser aus dem Gewebeschnitt verdrängt. Schließlich wird der entwässerte Schnitt in einem organischen Lösungsmittel wie beispielsweise Xylol geklärt und kann nun mit einem Eindeckmittel und einem Deckglas bedeckt werden. So bleiben Schnitt und Färbung für Jahrzehnte erhalten und mikroskopierbar.

Die Hämatoxylin-Eosin-Färbung kann mit einer Auramin O-Färbung kombiniert werden.[4] Mit Einschränkungen kann aus einem gefärbten Präparat DNA extrahiert werden.[5]

Literatur[Bearbeiten]

  • Godwin Avwioro (2011): Histochemical Uses Of Haematoxylin - A Review. In: International Journal of Research and Reviews in Applied Sciences. Bd. 1, S. 24-34. PDF

Weblinks[Bearbeiten]

Einzelnachweise[Bearbeiten]

  1. J. M. Haggerty, X. N. Wang, A. Dickinson, C. J. O'Malley, E. B. Martin: Segmentation of epidermal tissue with histopathological damage in images of haematoxylin and eosin stained human skin. In: BMC medical imaging. Band 14, 2014, S. 7, ISSN 1471-2342. doi:10.1186/1471-2342-14-7. PMID 24521154. PMC 3942169 (freier Volltext).
  2. S. M. Giobuin, D. O. Kavanagh, E. Myers, A. O. Doherty, C. M. Quinn, T. Crotty, D. Evoy, E. McDermott: The significance of immunohistochemistry positivity in sentinel nodes which are negative on haematoxylin and eosin in breast cancer. In: European journal of surgical oncology : the journal of the European Society of Surgical Oncology and the British Association of Surgical Oncology. Band 35, Nummer 12, Dezember 2009, S. 1257–1260, ISSN 1532-2157. doi:10.1016/j.ejso.2009.04.004. PMID 19497702.
  3. S. Ramulu, A. D. Kale, S. Hallikerimath, V. Kotrashetti: Comparing modified papanicolaou stain with ayoub-shklar and haematoxylin-eosin stain for demonstration of keratin in paraffin embedded tissue sections. In: Journal of oral and maxillofacial pathology : JOMFP. Band 17, Nummer 1, Januar 2013, S. 23–30, ISSN 0973-029X. doi:10.4103/0973-029X.110698. PMID 23798825. PMC 3687183 (freier Volltext).
  4. P. Trenchev, M. Konopka: Combined haematoxylin, eosin and fluorescent stain for paraffin sections. In: Pathology. Band 12, Nummer 1, Januar 1980, S. 79–81, ISSN 0031-3025. PMID 6154918.
  5. D. P. Jackson, S. Bell, J. Payne, F. A. Lewis, J. Sutton, G. R. Taylor, P. Quirke: Extraction and amplification of DNA from archival haematoxylin and eosin sections and cervical cytology Papanicolaou smears. In: Nucleic acids research. Band 17, Nummer 23, Dezember 1989, S. 10134, ISSN 0305-1048. PMID 2481259. PMC 335270 (freier Volltext).