„Proteincharakterisierung“ – Versionsunterschied
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Ebenso kann ein [[Gen-Knockout]] zu zellulären und phänotypischen Effekten führen, die einen Hinweis auf die Funktion eines Proteins liefern. Durch den Vergleich der Aminosäuresequenz mit Datenbanken wie [[BLAST-Algorithmus|BLAST]] und [[Pfam]] können sequenzverwandte Proteine mit bekannten Funktionen einen Hinweis auf die möglichen Funktionen des zu untersuchenden Proteins geben. |
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Methoden zur Bestimmung von Protein-DNA-Wechselwirkungen ([[DNA-Sequenz]], [[DNA-bindendes Protein|DNA-bindende Proteine]]) sind z. B. [[Electrophoretic Mobility Shift Assay|EMSA]], [[Chromatin-Immunpräzipitation|ChIP]], [[DamID]], [[ChIP-on-Chip]] oder [[ChIP-Seq]]. Protein-RNA-Interaktionen können z. B. durch [[RNA-Seq]], [[RIP-Chip]], [[ICLIP]], [[CLIP-Seq]] oder per [[PAR-CLIP]] nachgewiesen werden. |
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Protein-RNA-Interaktionen können z. B. durch [[RNA-Seq]], [[RIP-Chip]], [[ICLIP]], [[CLIP-Seq]] oder per [[PAR-CLIP]] nachgewiesen werden. |
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Version vom 19. Mai 2014, 16:32 Uhr
Die Proteincharakterisierung umfasst biochemische und biophysikalische Methoden zur Bestimmung der Eigenschaften eines Proteins oder zur Darstellung eines Proteoms.
Eigenschaften
Proteine werden zur Bestimmung ihrer Eigenschaften meistens durch einen Zellaufschluss freigesetzt und mittels einer Proteinreinigung von den anderen Bestandteilen des Ausgangsmaterials getrennt.
Identifikation
Die Aminosäuresequenz kann durch einen Edman-Abbau oder massenspektrometrisch durch eine De-Novo-Sequenzierung nach In-Gel-Verdau ermittelt werden. Posttranslationale Modifikationen können per Western Blot oder massenspektrometrisch bestimmt werden.
Die Identifikation eines Proteins kann auch mit spezifischen Antikörpern per Immunmarkierung in einem Western Blot oder durch eine Affinitätschromatographie erfolgen. Ebenso kann ein Nachweis auch durch Messung seiner Funktion erbracht werden, bei Enzymen per Enzymkinetik. Eindeutig identifizierbare Teile eines Proteins können durch Massenspektrometrie (MALDI-TOF, ESI-MS/MS, per LC-MS/MS), über einen Peptidmassenfingerprint oder eine De-Novo-Sequenzierung nach In-Gel-Verdau nachgewiesen werden, die anschließend über Datenbanken wie Mascot identifiziert werden.
Das Transposon Tagging, das TILLING oder eine ungezielte Mutagenese erlaubt die Identifizierung der proteincodierenden Gene anhand der Veränderung des Phänotyps mit anschließender Bestimmung der DNA-Sequenz der den Phänotyp verändernden Mutation.
Größe und Masse
Eine Bestimmung der Molmasse eines Proteins kann z. B. durch Gelpermeationschromatographie, durch SDS-PAGE, durch isopyknische Zentrifugation, durch Feld-Fluss-Fraktionierung oder massenspektrometrisch bestimmt werden.
Form
Die Proteinfaltung wird z. B. durch eine Röntgenstrukturanalyse (XRD), per Cryo-EM oder per NMR bestimmt. Änderungen in der Proteinfaltung können über FTIR-Spektroskopie oder durch Circulardichroismusmessung verfolgt werden.
Die Proteinfaltung kann im Zuge eines Protection Assays durch eine limitierte Proteolyse oder eine thermische Denaturierung mit Proteinfarbstoffen teilweise eingegrenzt werden. Die Oberfläche eines Proteins kann durch einen Deuterium-Austausch oberflächennaher Wasserstoffatome bestimmt werden.
Funktion
Proteine können andere Moleküle mit der jeweils entsprechenden Affinität binden, bei Enzymen kommt zusätzlich eine katalytische Aktivität vor.
Interaktion
Daneben werden Protein-Protein-Wechselwirkungen und Wechselwirkungen mit anderen Molekülen z. B. durch Affinitätschromatographie, Ko-Immunpräzipitation, SPINE und andere Pulldown-Assays, Molekulares Display, Hefe-Zwei-Hybrid-System, chemische Quervernetzung und SDS-PAGE oder Massenspektrometrie, Native Gelelektrophorese, Far-Western-Blot, Ligandenbindungstests (Radioligand, Reporterenzyme, fluoreszente Liganden, elektrische Ableitung), Label-Transfer, Proximity Ligation Assay, Affinitätselektrophorese, Alanin-Scan, Microscale Thermophoresis, Isotherme Titrationskalorimetrie, Oberflächenplasmonenresonanzspektroskopie, Bio-Layer-Interferometrie, Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie, Förster-Resonanzenergietransfer, Biolumineszenz-Resonanzenergietransfer, Bimolekulare Fluoreszenzkomplementation, Proteinfragment-Komplementation, Dichtegradientenzentrifugation oder Gel-Permeations-Chromatographie bestimmt.
Ebenso kann ein Gen-Knockout zu zellulären und phänotypischen Effekten führen, die einen Hinweis auf die Funktion eines Proteins liefern. Durch den Vergleich der Aminosäuresequenz mit Datenbanken wie BLAST und Pfam können sequenzverwandte Proteine mit bekannten Funktionen einen Hinweis auf die möglichen Funktionen des zu untersuchenden Proteins geben.
Methoden zur Bestimmung von Protein-DNA-Wechselwirkungen[1] (DNA-Sequenz, DNA-bindende Proteine) sind z. B. der Electrophoretic Mobility Shift Assay, die ChIP,[2] die ChIP-on-Chip, die ChIP-Seq, der DNase Footprinting Assay, das Yeast-One-Hybrid-System (Y1H),[3] das Bacterial-One-Hybrid-System (B1H) und das DamID. Daneben kann eine Strukturaufklärung per Röntgenstrukturanalyse oder per NMR-Spektroskopie erfolgen.
Protein-RNA-Interaktionen können z. B. durch RNA-Seq, RIP-Chip, ICLIP, CLIP-Seq oder per PAR-CLIP nachgewiesen werden.
Katalyse
Bei unbekannter Proteinfunktion werden enzymatische Eigenschaften wie eine Katalyse durch Ermittlung der Enzymkinetik untersucht. Hierbei kommen oftmals Inhibitoren verschiedener möglicherweise an der Funktion beteiligter Proteine zum Einsatz. Ein Alanin-Scan kann zur Bestimmung des aktiven Zentrums eingesetzt werden.
Menge
Eine Bestimmung der Menge (Quantifizierung) eines Proteins erfolgt z. B. durch Photometrie, ELISA, SDS-PAGE und Western Blot, 2D-PAGE oder massenspektrometrisch (iTRAQ, SILAC, ICAT, die Isobarenmarkierung, Tandem Mass Tags).
Durch Photometrie kann die Proteinkonzentration z. B. per Bradford-Test, per Lowry-Test, per Biuretreaktion, per BCA-Test oder bei höheren Proteinkonzentrationen auch durch die Absorption der Peptidbindung ermittelt werden, wobei jede Methode eigene Störsubstanzen besitzt, die bei Vorhandensein eine Verwendung dieser Methode ausschließen.
Verschiedene Farbstoffe binden bevorzugt Proteine, z. B. Coomassie-Brillant-Blau, Fast Green FCF, Amidoschwarz oder Ponceau S. Als Fluoreszenzfarbstoff werden z. B. Nilrot, Scopoletin,[4] Iridium-Komplexe,[5][6] SYPRO Orange, SYPRO Red, SYPRO Ruby, SYPRO Tangerine, Flamingo, Coomassie Fluor Orange, Lucy 506, Lucy 565, Lucy 569 oder Epicocconon (Lightning Fast, Deep Purple Stain) verwendet.[7][8]
Durch die Peptidbindung absorbieren Proteine ultraviolettes Licht bei einer Wellenlänge von etwa 205 nm (190 nm bis 230 nm), daneben absorbieren auch Phenylalanin, Tyrosin und Tryptophan UV-Licht bei Wellenlängen von 280 nm bis 288 nm. Diese Absorption kann zur photometrischen Quantifizierung und zur Bestimmung der Aufreinigungsfaktoren verwendet werden.
Modifikation
Im Gegensatz zu Kohlenhydraten und Nukleinsäuren kommen manche Strukturmotive durch die verschiedenen enthaltenen Aminosäuren nur bei Proteinen vor, z. B. Sulfhydryl-enthaltende Cysteine oder Phenolreste in Tyrosinen. Diese können mit entsprechenden Reagenzien selektiv markiert werden. Einige Proteaseinhibitoren führen zu einer selektiven Markierung von Proteinen. Fixierungsmittel führen meist zu einer Quervernetzung verschiedener Aminosäuren.
Spaltung
Durch Bromcyan kann ein Protein chemisch an enthaltenen Methioninresten gespalten werden, aus dem Methionin entsteht das Homoserin-Lacton. Mit einigen Isothiocyanaten wie PITC kann die N-terminale Aminosäure abgespalten werden, was im Zuge des Edman-Abbaus auch wiederholt angewendet werden kann. Selektive Spaltungen können enzymatisch durch Endopeptidasen bewirkt werden, die im Vergleich zu nichtenzymatischen Spaltungen längere Erkennungssequenzen benötigen.
Expressionsmuster
Die unterschiedliche Proteinexpression in einem Proteom kann z. B. durch Gelelektrophorese (2D-PAGE), Proteinarrays, Difference Gel Electrophoresis, MeCAT oder ICAT dargestellt werden.
Literatur
- Hubert Rehm: Proteinbiochemie / Proteomics, Der Experimentator. 5. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2006, ISBN 3-8274-1726-0.
- David P. Clark, J. Pazdernik: Molekulare Biotechnologie: Grundlagen und Anwendungen. Aus dem Engl. übers. von Andreas Held und Birgit Jarosch. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2009, ISBN 978-3-8274-2128-9.
- Friedrich Lottspeich, Haralabos Zorbas: Bioanalytik. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 1998, ISBN 3-8274-0041-4.
Einzelnachweise
- ↑ Y. H. Cai, H. Huang: Advances in the study of protein-DNA interaction. In: Amino acids. Band 43, Nummer 3, September 2012, S. 1141–1146, ISSN 1438-2199. doi:10.1007/s00726-012-1377-9. PMID 22842750.
- ↑ T. Sahr, C. Buchrieser: Co-immunoprecipitation: protein-RNA and protein-DNA interaction. In: Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). Band 954, 2013, S. 583–593, ISSN 1940-6029. doi:10.1007/978-1-62703-161-5_36. PMID 23150422.
- ↑ B. Deplancke, A. Mukhopadhyay, W. Ao, A. M. Elewa, C. A. Grove, N. J. Martinez, R. Sequerra, L. Doucette-Stamm, J. S. Reece-Hoyes, I. A. Hope, H. A. Tissenbaum, S. E. Mango, A. J. Walhout: A gene-centered C. elegans protein-DNA interaction network. In: Cell. Band 125, Nummer 6, Juni 2006, S. 1193–1205, ISSN 0092-8674. doi:10.1016/j.cell.2006.04.038. PMID 16777607.
- ↑ Y. Chen, J. Yang, Z. Wang, X. Wu, F. Wang: Scopoletine as fluorescence probe for determination of protein. In: Spectrochimica acta. Part A, Molecular and biomolecular spectroscopy. Band 66, Nummer 3, März 2007, S. 686–690, ISSN 1386-1425. doi:10.1016/j.saa.2006.04.012. PMID 16859971.
- ↑ Junli Jia, Hao Fei, Ming Zhou: Luminescent iridium(III) complexes as novel protein staining agents. In: Electrophoresis (2012), Band 33, Heft 9-10, S. 1397–1401, doi:10.1002/elps.201100693.
- ↑ C. Li, M. Yu, Y. Sun, Y. Wu, C. Huang, F. Li: A nonemissive iridium(III) complex that specifically lights-up the nuclei of living cells. In: Journal of the American Chemical Society. Band 133, Nummer 29, Juli 2011, S. 11231–11239, ISSN 1520-5126. doi:10.1021/ja202344c. PMID 21682270.
- ↑ Aleksandr Petrovich Demchenko: Advanced Fluorescence Reporters in Chemistry and Biology III: Applications in Sensing and Imaging Band 3 von Advanced Fluorescence Reporters in Chemistry and Biology. Springer 2011. ISBN 9783642180354. S. 179ff.
- ↑ T. Rabilloud, J. M. Strub, S. Luche, A. van Dorsselaer, J. Lunardi: A comparison between Sypro Ruby and ruthenium II tris (bathophenanthroline disulfonate) as fluorescent stains for protein detection in gels. In: Proteomics. Band 1, Nummer 5, Mai 2001, S. 699–704, ISSN 1615-9853. doi:10.1002/1615-9861(200104)1:5<699::AID-PROT699>3.0.CO;2-C. PMID 11678039.