RNA-abhängige RNA-Polymerase

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RNA-abhängige RNA-Polymerase
RNA-abhängige RNA-Polymerase
Bänderdarstellung der RNA-abhängigen RNA-Polymerase, nach PDB 3PHU
Bezeichner
Externe IDs
Enzymklassifikation
EC, Kategorie 2.7.7.48Transferase
Substrat Nukleosidtriphosphat + RNAn
Produkte Diphosphat + RNAn+1

RNA-abhängige RNA-Polymerasen (engl. RNA-dependent RNA polymerase, deshalb auch RdRP, RDR oder RNA-Replikase) sind Enzyme, die anhand einer anderen RNA die Vervielfältigung einer RNA als Vorlage bewirken. Zusammen mit der Gruppe der DNA-abhängigen RNA-Polymerasen (bei der Genexpression zur Transkription einer RNA mithilfe der DNA als Vorlage) gehören die RdRP zu den RNA-Polymerasen. RdRP kommen bei RNA-Viren für die Vermehrung ihrer Erbinformation vor, während bei Eukaryoten (Tieren, Pflanzen und Pilzen) eine RdRP bei der Entfernung von doppelsträngiger RNA im Zuge der Abwehr einer Infektion mit RNA-Viren wie das Poliovirus verwendet wird, da doppelsträngige RNA dort generell zerlegt wird.

Eigenschaften[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Die RdRP ist in RNA-Viren ein essenzielles Protein, das in Genomen von Viren codiert ist, die RNA und keine DNA beinhalten.[1][2] Es katalysiert die Synthese eines RNA-Stranges komplementär zu einer anderen RNA-Matrize. Die Replikation der RNA ist ein zweistufiger Prozess. Die Initiation der RNA-Synthese beginnt am oder in der Nähe des 3′-Endes durch einen Primer-unabhängigen (de novo) oder Primer-abhängigen Mechanismus, der das Protein VPg (viral protein genome-linked) als Primer benutzt. Die de-novo-Initiation besteht aus dem Anhängen eines Nukleosidtriphosphats am 3′-OH-Ende des ersten initiierenden NTP. Während der Elongation wird der Nukleotidyltransfer von NTPs wiederholt, um einen komplementären RNA-Strang zu generieren.[3][4] Im Gegensatz zu viralen DNA-Polymerasen besitzen RdRP keine Korrekturfunktion und eine deutlich erhöhte Mutationsrate der erzeugten RNA.[5] Dies äußert sich in der Bildung sowohl von defekten Kopien, als auch in der Erzeugung von Quasispezies zur Vermeidung einer Immunantwort im Zuge einer Immunevasion.[6]

Die RdRP vieler Eukaryoten sind in der RNA-Interferenz involviert; diese amplifizieren microRNA und small temporal RNA und produzieren mithilfe von siRNA als Primer doppelsträngige RNA.[7]

Geschichte[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Virale RdRP wurden in den frühen 1960er Jahren anhand der Studien über das Mengovirus und Poliovirus entdeckt, als beobachtet wurde, dass die RdRP-beinhaltenden Viren keine Reaktion gegenüber Actinomycin D aufzeigten, ein Zytostatikum, das die zelluläre DNA-abhängige RNA-Synthese hemmt. Anhand dieser fehlenden Reaktion wurde vermutet, dass ein virusspezifisches Enzym vorhanden sein muss, das die RNA anhand einer RNA-Vorlage und nicht mittels einer DNA-Vorlage synthetisiert.

Die bekannteste RdRP ist die des Poliovirus. Das virale Genom besteht aus RNA, die mithilfe der rezeptorvermittelten Endozytose in die Zelle gelangt. Von dort aus ist die RNA unmittelbar in der Lage, als Vorlage für die komplementäre RNA-Synthese zu dienen. Der komplementäre Strang ist dann selbst in der Lage, als Vorlage für die Produktion neuer viraler Genome zu wirken, die weiter verpackt und aus der Zelle freigesetzt werden, um mehr Wirtszellen zu infizieren. Der Vorteil dieser Methode der Replikation ist, dass keine DNA als Zwischenstufe gebildet wird und somit die Reaktion schneller und effizienter abläuft. Der Nachteil besteht darin, dass es keine „Sicherheits-DNA-Kopie“ gibt, die im Falle eines Informationsverlusts die Informationen erneut abrufbar machen kann.

Viele RdRP befinden sich eng an Membranen und sind deshalb schwer zu erforschen. Die bekanntesten RdRP sind 3Dpol (Poliovirus), VSIV L (Vesicular stomatitis virus) und NS5B (Hepatitis-C-Virus).

Struktur[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

Alle RNA-abhängigen RNA-Polymerasen und viele DNA-abhängige Polymerasen besitzen eine Tertiärstruktur, die der Gestalt einer rechten Hand gleicht. Die Domänen der Enzyme werden deshalb in „Finger“, „Handfläche“ und „Daumen“ unterteilt.[8] Nur die „Handfläche“ besteht aus einem viersträngigen, antiparallelen β-Faltblatt mit zwei α-Helices. Außerdem umfasst die „Handfläche“ drei gut konservierte Motive (A, B und C). Motiv A (D-x(4,5)-D) und Motiv C (GDD) befinden sich räumlich nebeneinander; an die Asparaginreste dieser Motive können sich Mg2+ und/oder Mn2+ als Cofaktoren binden. Die Asparaginreste des Motivs B beteiligen sich an der Selektion von bestimmten Ribonukleosidtriphosphaten mithilfe dNTPs und bestimmen somit, ob RNA anstelle von DNA synthetisiert wird.[9]

Die Positionen der Domänen[10] und die Tertiärstruktur des aktiven Zentrums vieler RdRP, sogar die mit einer insgesamt niedrigen Sequenzhomologie, sind konserviert. Das aktive Zentrum wird durch mehrere Motive geformt, die eine Vielzahl von konservierten Aminosäuren enthalten. Nach Bindung der RNA schließen sich „Finger“ und „Daumen“ der RdRP zu einem Ring und das aktive Zentrum liegt auf der Innenseite des Rings.[5] Alle RdRP in (+)-strängigen RNA-Viren sind mit der ER- oder Zellmembran assoziiert.[11] RdRP sind strukturell mit RNA-abhängigen DNA-Polymerasen (Reverse Transkriptasen) verwandt.[5] Ein Inhibitor vieler RdRP ist Favipiravir.

Konservierte Regionen der RdRP[5]

Konservierte Region Position relativ zur Poliovirus-RNA Aminosäuresequenz[12] Funktion
Finger (G) 113 STSAGYPY Bindung der RNA-Vorlage
Finger (F) 153 PLVTYVKDELRSKTKVEQGKSRLIEA Bindung der RNA-Vorlage und NTP
Finger (I) 107 LEALDL Bindung der RNA-Vorlage
Finger (II) 184 SVAMRMAFGNLIAAFHK Bindung der RNA-Vorlage
Handfläche (A) 229 LFAFDYTGYDAS Bindung der 2'-Hydroxygruppe des NTP und des ersten Cofaktors
Handfläche (B) 293 TSIFNSMINNLIIRTLLLKT Bindung der RNA-Vorlage und die Nukleinbase des NTP
Handfläche (C) 323 MIAYGDDVIAS Bindung eines weiteren Cofaktors und bei manchen RdRP den Primer
Handfläche (D) 338 VDASLLAQSGKDYGLTMTPADKSAT Bindung der Triphosphatgruppe des NTP
Handfläche (E) 363 FETVTWENVTFLKRFFRA Bindung des 3'-Endes des entstehenden RNA-Strangs
Daumen (III) 405 KDPRNTQDHVRSLCLL Bindung des entstehenden RNA-Doppelstrangs

Klassifizierung[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

RNA-abhängige RNA-Polymerasen werden in vier Virusfamilien unterteilt:

Die RdRP in Viren mit (+)-strängiger oder doppelsträngiger RNA lassen sich in drei Unterfamilien unterteilen:

Einzelnachweise[Bearbeiten | Quelltext bearbeiten]

  1. E. V. Koonin, A. E. Gorbalenya, K. M. Chumakov: Tentative identification of RNA-dependent RNA polymerases of dsRNA viruses and their relationship to positive strand RNA viral polymerases. In: FEBS letters. Band 252, Nummer 1–2, Juli 1989, S. 42–46, PMID 2759231.
  2. P. M. Zanotto, M. J. Gibbs, E. A. Gould, E. C. Holmes: A reevaluation of the higher taxonomy of viruses based on RNA polymerases. In: Journal of virology. Band 70, Nummer 9, September 1996, S. 6083–6096, PMID 8709232, PMC 190630 (freier Volltext).
  3. Z. Jin, V. Leveque, H. Ma, K. A. Johnson, K. Klumpp: Assembly, purification, and pre-steady-state kinetic analysis of active RNA-dependent RNA polymerase elongation complex. In: The Journal of biological chemistry. Band 287, Nummer 13, März 2012, S. 10674–10683, doi:10.1074/jbc.M111.325530, PMID 22303022, PMC 3323022 (freier Volltext).
  4. C. C. Kao, P. Singh, D. J. Ecker: De novo initiation of viral RNA-dependent RNA synthesis. In: Virology. Band 287, Nummer 2, September 2001, S. 251–260, doi:10.1006/viro.2001.1039, PMID 11531403 (Review).
  5. a b c d Katsuhiko S. Murakami: Nucleic Acid Polymerases. Springer Science & Business Media, 2013, ISBN 978-3-642-39796-7, S. 323.
  6. A. V. Bordería, K. Rozen-Gagnon, M. Vignuzzi: Fidelity Variants and RNA Quasispecies. In: Current topics in microbiology and immunology. Band 392, 2016, S. 303–322, doi:10.1007/82_2015_483, PMID 26499340.
  7. L. M. Iyer, E. V. Koonin, L. Aravind: Evolutionary connection between the catalytic subunits of DNA-dependent RNA polymerases and eukaryotic RNA-dependent RNA polymerases and the origin of RNA polymerases. In: BMC structural biology. Band 3, Januar 2003, S. 1, PMID 12553882, PMC 151600 (freier Volltext).
  8. J. L. Hansen, A. M. Long, S. C. Schultz: Structure of the RNA-dependent RNA polymerase of poliovirus. In: Structure. Band 5, Nummer 8, August 1997, S. 1109–1122, PMID 9309225.
  9. D. W. Gohara, S. Crotty, J. J. Arnold, J. D. Yoder, R. Andino, C. E. Cameron: Poliovirus RNA-dependent RNA polymerase (3Dpol): structural, biochemical, and biological analysis of conserved structural motifs A and B. In: The Journal of biological chemistry. Band 275, Nummer 33, August 2000, S. 25523–25532, doi:10.1074/jbc.M002671200, PMID 10827187.
  10. E. K. O'Reilly, C. C. Kao: Analysis of RNA-dependent RNA polymerase structure and function as guided by known polymerase structures and computer predictions of secondary structure. In: Virology. Band 252, Nummer 2, Dezember 1998, S. 287–303, doi:10.1006/viro.1998.9463, PMID 9878607 (Review).
  11. Chundi L. Mandahar: Multiplication of RNA Plant Viruses. Springer Science & Business Media, 2006, ISBN 978-1-402-04725-1, S. 126.
  12. unterstrichen = konserviert, fett = konserviert in allen RdRP
  13. J. Deval, Z. Jin, Y. C. Chuang, C. C. Kao: Structure(s), function(s), and inhibition of the RNA-dependent RNA polymerase of noroviruses. In: Virus research. Band 234, April 2017, S. 21–33, doi:10.1016/j.virusres.2016.12.018, PMID 28041960.
  14. C. Ferrer-Orta, D. Ferrero, N. Verdaguer: RNA-Dependent RNA Polymerases of Picornaviruses: From the Structure to Regulatory Mechanisms. In: Viruses. Band 7, Nummer 8, August 2015, S. 4438–4460, doi:10.3390/v7082829, PMID 26258787, PMC 4576190 (freier Volltext).
  15. J. Sourimant, R. K. Plemper: Organization, Function, and Therapeutic Targeting of the Morbillivirus RNA-Dependent RNA Polymerase Complex. In: Viruses. Band 8, Nummer 9, September 2016, S. , doi:10.3390/v8090251, PMID 27626440, PMC 5035965 (freier Volltext).
  16. R. Cox, R. K. Plemper: The paramyxovirus polymerase complex as a target for next-generation anti-paramyxovirus therapeutics. In: Frontiers in microbiology. Band 6, 2015, S. 459, doi:10.3389/fmicb.2015.00459, PMID 26029193, PMC 4428208 (freier Volltext).
  17. A. A. Eltahla, F. Luciani, P. A. White, A. R. Lloyd, R. A. Bull: Inhibitors of the Hepatitis C Virus Polymerase; Mode of Action and Resistance. In: Viruses. Band 7, Nummer 10, September 2015, S. 5206–5224, doi:10.3390/v7102868, PMID 26426038, PMC 4632376 (freier Volltext).
  18. B. Martin, B. Canard, E. Decroly: Filovirus proteins for antiviral drug discovery: Structure/function bases of the replication cycle. In: Antiviral research. Band 141, Mai 2017, S. 48–61, doi:10.1016/j.antiviral.2017.02.004, PMID 28192094.
  19. C. C. Posthuma, A. J. Te Velthuis, E. J. Snijder: Nidovirus RNA polymerases: Complex enzymes handling exceptional RNA genomes. In: Virus research. Band 234, April 2017, S. 58–73, doi:10.1016/j.virusres.2017.01.023, PMID 28174054.
  20. G. Lu, P. Gong: A structural view of the RNA-dependent RNA polymerases from the Flavivirus genus. In: Virus research. Band 234, April 2017, S. 34–43, doi:10.1016/j.virusres.2017.01.020, PMID 28131854.
  21. C. D. Gunawardene, L. W. Donaldson, K. A. White: Tombusvirus polymerase: Structure and function. In: Virus research. Band 234, April 2017, S. 74–86, doi:10.1016/j.virusres.2017.01.012, PMID 28111194.
  22. S. Alphonse, R. Ghose: Cystoviral RNA-directed RNA polymerases: Regulation of RNA synthesis on multiple time and length scales. In: Virus research. Band 234, April 2017, S. 135–152, doi:10.1016/j.virusres.2017.01.006, PMID 28104452, PMC 5476504 (freier Volltext).