C4-Pflanze

aus Wikipedia, der freien Enzyklopädie
Wechseln zu: Navigation, Suche
Namensgebende C4-Moleküle mit blau markierter Kette aus vier Kohlenstoffatomen
L-Aspartic Acid (blue) Structure V.1.png
L-Asparaginsäure
L-Malic Acid (blue) Formula V.1.png
L-Äpfelsäure

C4-Pflanzen nutzen einen Stoffwechselweg, um Kohlenstoffdioxid für die Photosynthese zunächst räumlich vorzufixieren und erst dann wie C3-Pflanzen im Calvin-Zyklus zu Kohlenhydraten aufzubauen. Der Name C4 leitet sich vom ersten Fixierungsprodukt ab, welches durch die Assimilation von Kohlenstoffdioxid entsteht. Während dies bei C3-Pflanzen eine Kohlenstoffverbindung mit drei C-Atomen ist (3-Phosphoglycerat), findet man in C4-Pflanzen als erste primäre Oxalacetat, eine Verbindung mit vier C-Atomen.

Die Kohlenstoffdioxid-Assimilation und der Calvin-Zyklus erfolgen in C4-Pflanzen räumlich voneinander getrennt. Durch Aufbringung von Energie wird dadurch Kohlenstoffdioxid aktiv angereichert, was zu einer höheren Photosyntheserate – besonders unter Wassermangel und der daraus resultierenden Verengung der Spaltöffnungen – führt. Daher sind C4-Pflanzen den C3-Pflanzen ökophysiologisch unter ariden Bedingungen überlegen. Durch die aktive Anreicherung findet die Photorespiration deutlich seltener statt. Typische C4-Pflanzen sind insbesondere Gräser, darunter auch bekannte Nutzpflanzen wie Mais, Zuckerrohr und Hirse, aber auch andere Arten, wie Amarant.

Pflanzen mit einem Crassulaceen-Säurestoffwechsel verfahren ähnlich wie C4-Pflanzen, bei ihnen sind Vorfixierung und der Calvin-Zyklus indes zeitlich voneinander getrennt.

Vorkommen der C4-Photosynthese im Pflanzenreich[Bearbeiten]

Rispenhirse, eine C4-Pflanze.

Etwa 3 % der Bedecktsamer betreiben C4-Photosynthese. Die meisten gehören zu den Gräsern, insbesondere den Süßgräsern[1], gefolgt von Seggen. Bekannte C4-Pflanzen sind Amarant, Hirse, Mais, Zuckerrohr und Chinaschilf. Der Großteil der schnell wachsenden Agrarpflanzen sind C4-Pflanzen, jedoch fallen auch viele der als sehr hartnäckig eingestuften Unkräuter (z. B. Hühnerhirse oder Hundszahngras) darunter.[2] Bei den Fuchsschwanzgewächsen (Amaranthaceae) gibt es in der Gattung Melden sowohl C3- als auch C4-Arten. Doch auch bei einer Reihe von Zweikeimblättrigen gibt es diesen Stoffwechselweg, insbesondere bei den Fuchsschwanzgewächsen und anderen Nelkenartigen, bei Wolfsmilchgewächsen und vereinzelt bei Windengewächsen und Korbblütlern.

Da die C4-Photosynthese mindestens 65-mal unabhängig in 19 verschiedenen Familien voneinander entstanden ist (Stand 2014[3]), spricht man von einem polyphyletischen Merkmal.

Gegenüber C3-Pflanzen zeichnen sich C4-Pflanzen bei Wasserknappheit, hohen Temperaturen und Sonneneinstrahlung aus. Daher übervorteilen sie andere Pflanzen in ebendiesen Klimazonen. So betreiben etwa 70 % aller im Death-Valley-Nationalpark lebende Arten eine C4-Photosynthese.[4] Allgemein wächst der Großteil aller C4-Gräser in Regionen kleiner des 30. Breitengrades.[5] Sie sind seltener in kalten Regionen zu finden, beispielsweise in der borealen Zone zwischen dem 50. und 65. Breitengrad und in großer Höhe. Eine Ausnahme stellt die baumlose Tundra der alpinen Zone dar, wo es trocken ist. Auch in Tibet wurde in 5.200 Meter Höhe das C4-Gras Orinus thoroldii entdeckt. Allgemein kommen sie in polaren und subpolaren Gegenden (jenseits des 65. Breitengrades) nicht vor.

Es gibt einige kältetolerante C4-Pflanzen, die Frost sowie winterliche Temperaturen (−20 °C) überstehen können, beispielsweise C4-Gräser in den Anden. Auch in kühlen Regionen wie der Küste Neuseelands, den atlantischen Küsten Kanadas und Großbritanniens oder manchen Sumpfgegenden wachsen C4-Pflanzen.

Etwa 17 % der Erdoberfläche wird von C4-Pflanzen besiedelt, sie tragen ca. 30 % der weltweiten Photosynthese bei.[4] In den letzten dreißig Jahren ist eine Ausbreitung von C4-Pflanzen auch auf warmen, sonnigen Standorten in Mitteleuropa zu beobachten. Zumeist handelt es sich um hirseartige Gräser und Fuchsschwanzarten. Deren Ausbreitung wird zumindest bisher nicht als Gefahr für die heimische Flora gewertet. [6]

Identifizierung[Bearbeiten]

Um C3- von C4-Pflanzen unterscheiden zu können, bedient man sich verschiedener Verfahren[1]: So gibt die Blattanatomie (vgl. Abschnitt unten) bereits erste Hinweise. Darüber hinaus kann durch radioaktive Isotope (14C) das primäre Photosyntheseprodukt identifiziert werden (Kurzzeit-14CO2-Fixierung). Der CO2-Kompensationspunkt lässt ebenfalls Rückschlüsse auf den Stoffwechseltyp zu. C4-Pflanzen zeichnen sich über eine sehr geringe oder nicht messbare Photorespiration aus. Schließlich kann durch das 13C/12C-Isotopenverhältnis im Kohlenstoff der Pflanze auf eine C3- von C4-Photosynthese geschlossen werden (vgl. Abschnitt unten).

Entdeckung[Bearbeiten]

Die ersten Untersuchungen an einer C4-Pflanze wurden durch Hugo Kortschak durchgeführt. Anfang der 1950er Jahre identifizierte er an einem Zuckerrohr-Forschungsinstitut in Hawaii durch radioaktive Markierung mittels 14CO2 als erstes CO2-Fixierungsprodukt L-Malat und L-Aspartat. Diese sind C4-Verbindungen und standen damit in Widerspruch zu den Befunden von Melvin Calvin, Andrew Benson und James Bassham. Sie hatten nämlich gezeigt, dass das erste Stoffwechselprodukt bei der CO2-Fixierung in der Dunkelreaktion eine C3-Verbindung, 3-Phosphoglycerat, ist. Die Ergebnisse Kortschaks wurden zunächst 1954 unreferenziert im Jahresbericht des Instituts veröffentlicht und fanden erst 1957 und 1962 nach weiteren Untersuchungen in der wissenschaftlichen Literatur Erwähnung.[7] Die weitere Aufklärung wurde aber nicht weiter vorangetrieben, da die Forschergruppe zum einen nicht über das notwendige biochemisch-enzymologische Können und Wissen für weitere Arbeiten verfügte. Zum anderen standen Kortschaks Ergebnisse im Widerspruch zum allgemein akzeptierten Dogma der (C3-)Photosynthese durch die Arbeit von Melvin Calvin, so dass Kortschak selbst nach Kontakt mit der Forschergruppe um Calvin eingeschüchtert war. Unabhängig von Kortschak entdeckte 1960 auch der Russe Yuri Karpilov bei Mais, dass das erste Fixierungsprodukt eine C4-Verbindung ist.

Erst die australischen Forscher Marshall Davidson Hatch und Charles Roger Slack konnten mit jenen Ergebnissen und eigenen Untersuchungen die Biochemie des Stoffwechselweges entschlüsseln. Zunächst wurde 1966 ein erstes Modell vorgeschlagen, in dem eine C3-Verbindung (Pyruvat oder Phosphoenolpyruvat) zu einer C4-Dicarbonsäure carboxyliert wurde. Das vierte Kohlenstoffatom dieser neu entstandenen Dicarbonsäure werde dann zu einem Akzeptor transferiert, so dass daraus 3-Phosphoglyerat entsteht. Dabei werde die ursprüngliche C3-Verbindung wieder regeneriert. In den Folgejahren wurden weitere Kenntnisse gewonnen, beispielsweise wurde das primäre carboxylierende Enzym (PEP-Carboxylase) sowie weitere inter- bzw. intrazelluläre Schlüsselenzyme des neuen Stoffwechelweges identzifiert. Mit diesen Daten konnten die Forscher 1971 ein detailliertes Schema aufstellen.[8] Infolgedessen wird der C4-Stoffwechsel nach seinen Entdeckern auch als Hatch-Slack-Weg bzw. Hatch-Slack-Zyklus bezeichnet. Hatch und Slack dagegen bezeichneten den Stoffwechselweg als C4-Dicarbonsäureweg.[7]

Anatomie[Bearbeiten]

Künstlerische Zeichnung eines Blattquerschnittes aus der C4-Pflanze Mais. In rosa sind die Bündelscheidenzellen dargestellt, die von den Mesophyllzellen (türkis) umgeben sind. Auf der Blattunterseite befinden sich die Spaltöffnungen (blau). Die Leitbündel sind in Rot dargestellt.
Übersicht über den C4-Stoffwechsel: A: Mesophyllzelle; B: Bündelscheidenzelle; PEP: Phosphoenolpyruvat; CC: Calvin-Zyklus
1. CO2 wird vorfixiert (A).
2. Die daraus gebildete C4-Verbindung wird in das benachbarte Kompartiment transportiert (B)
3. Dort wird CO2 freigesetzt und im Calvin-Zyklus verbraucht.
4. Die übrige C3-Körper wird iweder zurücktransportiert und für einen weiteren Zyklus regeneriert.

C4-Pflanzen lassen sich häufig aufgrund einer charakteristischen Anatomie des Blattes identifizieren. Hierbei sind die Leitbündel in einem ersten Ring von den Bündelscheidenzellen kranzförmig eingebettet. Die Bündelscheidenzellen sind dann wiederum von den Mesophyllzellen in einem zweiten Ring umgeben (vgl. Abbildung). Durch die zahlreichen Leitbündel liegen Mesophyll und Bündelscheide etwa in einem Verhältnis von 1:1 vor.[9] Dieser besondere Aufbau wird auch als „Kranzanatomie“ oder nach den vom Gottlieb Haberlandt 1896 geprägten Begriff „Kranztyp“[10] bezeichnet. Für das Ausbilden der Kranzanatomie von C4-Pflanzen spielt das Wurzelgen SCARECROW eine wichtige Rolle, was Experimente an Maispflanzen zeigen.[11] Das die Bündelscheiden umgebende Mesophyll ist nicht in ein C3-typisches Schwamm- bzw. Palisadenparenchym differenziert.[12] Durch diese besondere Anordnung erklärt sich auch das Prinzip des C4-Stoffwechselweges, der sich meistens über zwei benachbarte Zelltypen erstreckt, die ein hohes Maß an Funktionalisierung aufweisen. Hierbei wird CO2 zunächst in Mesophyllzellen in eine C4-Verbindung vorfixiert. Mesophyllzellen enthalten kein RuBisCO. Das in Form von jener C4-Verbindung gebundene CO2 wird über besonders zahlreiche Plasmodesmen in Bündelscheidenzellen transportiert und dort freigesetzt. Diese können aufgrund ihrer Enzymausstattung den Calvin-Zyklus ausführen. Die Zellwände der Bündelscheidenzellen sind häufig suberinisiert, wodurch das frei werdende CO2 kaum aus der Zelle diffundieren kann. Es sammelt sich in der Zelle an, so dass eine hohe CO2-Konzentration (etwa 10-mal höher als in der Außenluft[13]) für die RuBisCO herrscht, die es zur Assimilation in den Calvin-Zyklus einführt. Die bei der Freisetzung entstehende C3-Verbindung wird wieder in die Mesophyllzelle zurücktransportiert. Die CO2-Vorfixierung (in Mesophyllzellen) und die eigentliche Kohlenstoffassimilation im Calvin-Zyklus (in Bündelscheidenzellen) sind damit räumlich voneinander getrennt und finden damit in unterschiedlichen Reaktionsräumen statt.

Durch diese Funktionstrennung unterscheiden sich auch die Chloroplasten der Mesophyll- und Bündelscheidenzellen mancher C4-Pflanzen.[14] So erhalten die Chloroplasten der Bündelscheidenzellen viel Stärke und es fehlen die Grana. Man spricht von einem Chloroplastendimorphismus[12] bzw. dimorphogene Chloroplasten. Dieser ist für den Ablauf der C4-Photosynthese indes nicht unbedingt erforderlich.[14]

Biochemie[Bearbeiten]

Abgrenzung zu C3- und CAM-Pflanzen[Bearbeiten]

Zum Aufbau von Kohlenhydraten betreiben alle grünen Pflanzen Photosynthese. Dabei wird in der „Dunkelreaktion“ Kohlenstoffdioxid (CO2) fixiert und zu Kohlenhydraten aufgebaut. Die meisten Pflanzen (C3-Pflanzen) betreiben einen als C3-Stoffwechsel beschriebenen Mechanismus, bei dem Kohlenstoffdioxid passiv durch die Stomata in die Zellen gelangt und während des Tages im Calvin-Zyklus als Substrat fixiert wird. Diese passive Diffusion von Kohlenstoffdioxid in die Zellen hat einen Nachteil bei hohen Umgebungstemperaturen. Pflanzen müssen unter diesen Bedingungen ihre Stomata schließen, um den Wasserverlust durch Transpiration in Grenzen zu halten und nicht auszutrocknen. Durch den Verschluss der Stomata wird allerdings auch der Gasaustausch und damit die Aufnahme von CO2 für die Photosynthese erschwert. Ein zusätzliches Problem ist, dass das Enzym RuBisCo (welches die CO2-Fixierung im Calvin-Zyklus durchführt) neben seiner Carboxylasefunktion auch eine Oxygenasefunktion besitzt. Ein niedriger CO2-Partialdruck, ein hoher O2-Partialdruck und hohe Temperaturen begünstigen die Oxygenasefunktion der RuBisCO. Bei der unerwünschten Oxidation wird Ribulose-1,5-bisphosphat verbraucht und muss über die sogenannte Photorespiration aufwendig regeneriert werden.

C4-Pflanzen begegnen dem Problem der Kohlenstoffdioxidbereitstellung durch einen besonderen Mechanismus. Aktiv und damit unter Energieverbrauch wird die CO2-Konzentration für die Fixierung erhöht. Hierbei findet eine räumliche Trennung (zwei Zelltypen: Mesophyllzellen und Leitbündelscheidenzellen) für die Vorfixierung und Metabolisierung von Kohlenstoffdioxid statt. Dies erlaubt den Pflanzen, ihre Spaltöffnungen teilweise zu schließen, da sie im Gegensatz zu C3-Pflanzen nicht durch die einfache Diffusion von Kohlenstoffdioxid in die Zellen eingeschränkt werden. Die nachgeschaltete CO2-Fixierung im Calvin-Zyklus entspricht jedoch derjenigen von C3-Pflanzen („Dunkelreaktion“). Die Arbeitsteilung beider Reaktionsräume setzt voraus, dass beide Gewebe über eine unterschiedliche Ausstattung beteiligter Enzyme verfügen.

Das vorfixierende Enzym PEP-Carboxylase besitzt eine viel höhere Affinität für CO2 als RuBisCO, die hier erst die sekundäre Fixierung durchführt. Da das erste fassbare Fixierungsprodukt ein C4-Körper ist, das Oxalacetat, wurde diese Bezeichnung zur Unterscheidung von den Pflanzen mit „normalem“ C3-Photosynthesestoffwechsel gewählt.

Die Vorfixierung ähnelt der der CAM-Pflanzen. Allerdings handelt es sich hierbei um eine zeitliche Trennung von Vorfixierung und Calvin-Zyklus, während C4-Pflanzen eine räumliche Trennung durchführen.

Biochemie in der Mesophyllzelle[Bearbeiten]

Der C4-Stoffwechsel funktioniert vom Prinzip her als vorgeschaltete CO2-Pumpe, die mit der Fixierung von CO2 in Form von Bicarbonat (HCO3) in der Mesophyllzelle beginnt. Die Bildung von HCO3 aus CO2 wird durch eine Carboanhydrase katalysiert und vollzieht sich im Cytosol.

\mathrm{CO_2 + H_2O \rightleftharpoons HCO_3^- + H^+}

Eine Phosphoenolpyruvatcarboxylase (PEPC) katalysiert die irreversible Kondensation eines Moleküls Phosphoenolpyruvat (PEP) mit HCO3, so dass neben Phosphat Oxalacetat entsteht. PEPC weist eine sehr hohe Affinität gegenüber PEP auf. Oxalacetat wird in L-Malat („Malatbildner“), bei manchen C4-Pflanzen auch in L-Aspartat umgesetzt. Das Kohlenstoffdioxid steht im Gleichgewicht mit dem CO2 des intrazellulären Raumes und damit schließlich zur Außenluft. Da es an bereits in der Bündelscheidezelle dem Gleichgewicht entzogen wird, erleichtert dies die Nachdiffusion.

Phosphoenolpyruvat Fischer2.svg  HCO3  Pi
R-Pfeil rechts 1-3.svg
PEP-C
Oxalacetat Fischer.svg
Phosphoenolpyruvat (PEP) Oxalacetat

In die Mesophyllzelle zurücktransportiertes Pyruvat gelangt durch einen spezifischen Translokator in den Chloroplasten, hierbei werden Protonen oder Natriumionen mittransportiert.[15] Dort setzt eine Pyruvat-Phosphat-Dikinase Pyruvat zu PEP um. Bei dieser ungewöhnlichen Reaktion wird sowohl ATP, als auch anorganisches Phosphat verbraucht. Tatsächlich wird das mittlere Phosphat aus ATP (Pβ) in Pyruvat eingebaut.

\mathrm{Pyruvat + ATP + P_i \longrightarrow PEP + AMP + PP_i}

Das bei der Reaktion freigesetzte Pyrophosphat (PPi) wird durch eine Pyrophosphatase hydrolysiert, und damit thermodynamisch dem Gleichgewichts entzogen. Daher verläuft diese Katalyse irreversibel. PEP gelangt wiederum durch einen spezifischen Antiporter im Gegentausch mit anorganischem Phosphat (PEP-Phosphat-Translokator) ins Cytosol und kann damit wieder mit Bicarbonat kondensieren.[16]

Reaktionen in der Bündelscheidezelle[Bearbeiten]

Wie nun das Kohlenstoffdioxid wieder freigesetzt und in den Calvin-Zyklus eingespeist wird, ist bei C4-Pflanzen unterschiedlich. Es wurden bisher drei Grundtypen der C4-Photosynthese identifiziert, die sich zur Bereitstellung von CO2 während der Decarboxylierung in der Bündelscheidenzelle unterscheiden:[1][13]

  • NADP+-Malatenzym-Typ (NADP-ME): Malat wird oxidativ in den Chloroplasten decarboxyliert, was ein NADP+-abhängiges Malatenzym katalysiert, dabei wird NADPH freigesetzt. Typische Vertreter sind Mais, Zuckerrohr oder Mohrenhirse.
  • NAD+-Malatenzym-Typ (NAD-ME): Hier wird Malat in den Mitochondrien decarboxyliert, was ein NAD+-abhängiges Malatenzym unter Verbrauch von NAD+ katalysiert. Das freigesetzte Kohlenstoffdioxid diffundiert dabei in die Chloroplasten. Zurückgebogener Amarant, Rispenhirse oder Portulak betrieben diese Art der CO2-Freisetzung.
  • PEP-Carboxykinase-Typ (PEPCK): Zwei Kreisläufe laufen hier parallel ab. Einmal wird Malat wie beim NAD-Typ in den Mitochondrien umgesetzt. Überwiegend wird Oxalacetat im Cytosol unter ATP-Verbrauch durch eine namensgebende PEP-Carboxykinase decarboxyliert. Dieser C4-Stoffwechseltyp findet sich in schnellwachsenden tropischen Gräsern wie beispielsweise in Guineagras (Megathyrsus maximus) oder Chloris gayana.

Während alle drei Typen viele Enzymreaktionen in der Mesophyllzelle gemeinsam haben (beispielsweise der Weg zu Oxalacetat und die Regeneration von PEP in den Chloroplasten), unterscheiden sie sich in der Freisetzung von CO2 in der Bündelscheidezelle.

Nach der Freisetzung des CO2 werden Phosphoenolpyruvat (PEP) bzw. Pyruvat durch Plasmodesmen wieder zurück in die Mesophyllzelle transportiert. Bei Pflanzen mit dem NAD-Malat-Enzymtyp wird Pyruvat vorher durch Transaminierung zu L-Alanin umgewandelt und dieses dann transportiert.

Durch die Suberinschicht wird ein diffusionsverursachtes Zurückströmen von Kohlenstoffdioxid eingedämmt. Sollte CO2 doch in die Mesophyllzelle zurückgelangen, wird dieses durch die Carboanhydraseaktivität wieder eingefangen.

Der bidirektionale Stofftransport erfolgt über Diffusion. Dies setzt voraus, dass es einen ausreichend hohen Konzentrationsgradienten zwischen beiden Zellen geschaffen und aufrechterhalten wird.[17] Da die Übergangsmetabolite (z. B. Malat, Pyruvat) am Ort ihrer Bestimmung schnell verbraucht werden, kann dieser Konzentrationsgradient verwirklicht werden.

NADP-Malatenzym-Typ (NADP-ME)[Bearbeiten]

NADP-ME-Typ C4-Photosynthese. PEP = Phosphoenolpyruvat; OA = Oxalacetat; Pyr = Pyruvat; PEPC = PEP-Carboxylase; PPDK = Pyruvat-Phosphat-Dikinase; NADP-MDH = NADP+-abhängige Malatdehydrogenase; NADP-ME = NADP+-abhängiges Malatenzym.

Der NADP-Malatenzym-Typ ist von allen drei Typen der einfachste. Nachdem Oxalacetat im Cytosol der Mesophyllzelle gebildet wurde, wird dieses durch einen spezifischen Translokator (Oxalacetat/Malat-Antiporter[15]) in die Chloroplasten gebracht. Dort setzt eine NADP+-abhängige Malatdehydrogenase (EC 1.1.1.82) Oxalacetat unter Verbrauch von NADP zu L-Malat um. Nachdem es wieder aus den Chloroplasten gelangt ist, passiert es die Plasmodesmen zu den Bündelscheidezellen und wird in die Chloroplasten transportiert. Dort decarboxyliert das namensgebende NADP+-abhängiges Malatenzym Malat zu Pyruvat, wobei NADP+ reduziert wird. Über einen spezifischen Translokator verlässt Pyruvat den Chloroplasten und gelangt durch die Plasmodesmen zurück in die Mesophyllzelle. In den Chloroplasten wird dieses wie oben beschrieben zu PEP konvertiert und der Kreislauf geschlossen.

Bei Pflanzen mit dem NADP-abhängigen Malatenzym finden sich in deren Bündelscheidenzellen oft relativ große Chloroplasten[16] und kaum Mitochondrien[18]. Darüber hinaus variiert die Menge an Granastapel von nicht vorhanden (z. B. bei Zuckerrohr und Hirse) bis halb so viele im Vergleich zur Mesophyllzelle (Fuchsschwanzgewächse); Stromalamellen sind aber vorhanden. Dementsprechend ist bei ihnen das Photosystem II (PS II) kaum aktiv, welches normalerweise in den Granamembranen der Thylakoide lokalisiert ist. Zum einen wird dadurch kaum Sauerstoff durch die Photosynthese erzeugt, was das Risiko der Photorespiration weiter senkt. Zum anderen fehlt die Möglichkeit zum linearen Elektronen-Transport der Lichtreaktion der Photosynthese, der normalerweise das im Calvin-Zyklus benötigte NADPH erzeugt. Mit nur einem aktiven Photosystem (Photosytem I) wird in erster Linie zyklische Photophosphorylierung betrieben, so dass ATP erzeugt wird.[19] NADPH muss daher entweder aus der Mesophyllzelle durch die Lichtreaktion der Photosynthese bereitgestellt werden. Es wird aber nicht direkt in die Bündelscheidezelle transportiert. Stattdessen wird es (zusammen mit ATP) über einen Triosephosphat-3-Phosphoglycerat-Shuttle indirekt in die Chloroplasten der Bündelscheidezellen transferiert. Hierbei dient in der Regel Dihydroxyacetonphosphat[20] Alternativ entsteht NADPH im Zuge des C4-Stoffwechsels, wenn Malat zu Pyruvat decarboxyliert in der Bündelscheidezelle wird.

NAD-Malatenzym-Typ (NAD-ME)[Bearbeiten]

NAD-ME-Typ C4-Photosynthese. PEP = Phosphoenolpyruvat; OA = Oxalacetat; Pyr = Pyruvat; AlaAT = Alanin-Aminotransferase; AspAT = Aspartat-Aminotransferase; PEPC = PEP-Carboxylase; PPDK = Pyruvat-Phosphat-Dikinase; NAD-MDH = NAD+-abhängige Malatdehydrogenase; NAD-ME = NAD+-abhängiges Malatenzym.

Dieser Typ ist etwas komplizierter als der NADP-ME-Weg. In den Mesophyllzellen setzt hierbei eine cytosolische Aspartat-Aminotransferase Oxalacetat zu L-Aspartat um. Dafür wird die Aminogruppe von L-Glutamat genutzt, so dass daraus α-Ketoglutarat wird. Anstatt Malat dient also Aspartat als Vehikel für den Kohlenstofftransport. Das gebildete Aspartat gelangt über die Plasmodesmen in die Bündelscheidezelle und wird dort in die Mitochondrien transportiert. Dort wird es zunächst durch ein mitochondrielles Isoenzym zu Oxalacetat zurückverwandelt, wobei gleichzeitig α-Ketoglutarat zu L-Glutamat reagiert. Anschließend wird Oxalacetat durch eine mitochondrielle NAD+-abhängige Malatdehydrogenase unter Verbrauch von NADH zu Malat reduziert. Schließlich erfolgt die Freisetzung von CO2 durch das namensgebende NAD+-abhängige Malatenzym (EC 1.1.1.39) und diffundiert die in enger Nachbarschaft befindlichen Chloroplasten. Das bei dieser Reaktion gewonnene NADH steht dadurch für die Oxidation von Oxalacetat wieder zur Verfügung. Im Gegensatz zum NADP-ME-Typ wird das erzeugte Pyruvat nicht direkt über Plasmodesmen zurück in die Mesophyllzelle gebracht, sondern als L-Alanin. Dieses wird in beiden Zellen durch eine Alanin-Aminotransferase wechselseitig umgewandelt, wobei hier ebenfalls L-Glutamat als Aminodonor fungiert. Pyruvat wird wie vorher beschrieben schließlich zu PEP regeneriert. Durch die unterschiedlichen Konzentrationsgefälle erfolgt eine gerichtete Diffusion in die Mesophyllzelle.

Die Chloroplasten der Bündelscheidezellen weisen im Gegensatz zum NADP-Typ eine hohen PS II-Aktivität auf.[21] Außerdem sind viel mehr und öfters auch größere Mitochondrien enthalten.[18]

PEP-Carboxykinase-Typ (PEPCK)[Bearbeiten]

PEPCK-Typ C4-Photosynthese. PEP = Phosphoenolpyruvat; OA = Oxalacetat; Pyr = Pyruvat; AlaAT = Alanin-Aminotransferase; AspAT = Aspartat-Aminotransferase; PEPC = PEP-Carboxylase; PEPCK = PEP-Carboxykinase; PPDK = Pyruvat-Phosphat-Dikinase; NAD-ME = NAD+-abhängiges Malatenzym.

Der PEPCK-Weg ist der komplexeste von allen drei Wegen, da hier zwei Zyklen parallel ablaufen.

Der eine weitaus stärker betriebene Kreislauf beruht auf einen Transport von L-Aspartat. Dieses entsteht durch eine cytosolische Aspartat-Aminotransferase aus Oxalacetat ähnlich wie beim NAD-ME-Typ. L-Aspartat wird über die Plasmodesmen in die Bündelscheidezelle transportiert und dort zunächst zu Oxalacetat umgesetzt (ebenfalls durch eine cytosolische Aspartat-Aminotransferase). Der diesem Subtyp zugrunde liegende Name beruht auf eine Reaktion, bei der Oxalacetat zu PEP decarboxyliert wird. Dies wird nämlich durch eine PEP-Carboxykinase (EC 4.1.1.49) unter ATP-Verbrauch katalysiert. PEP diffundiert ohne weitere Reaktion zurück in die Mesophyllzelle und schließt dort den Kreislauf.

Der zweite betriebene Weg ähnelt dem NADP-ME-Weg. Cytosolisch erzeugtes Oxalacetat wird in den Chloroplasten der Mesophyllzelle zu L-Malat umgesetzt, was eine NADP+-abhängige Malatdehydrogenase unter NADPH-Verbrauch katalysiert. Dieses gelangt über die Plasmodesmen in die Bündelscheidezelle, wird aber im Gegensatz zum NADP-ME-Weg in die Mitochondrien transportiert. Dort setzt ein NAD+-abhängiges Malatenzym Kohlenstoffdioxid frei (analog wie beim NAD-ME-Weg). Beim PEPCK-Typ ist der ATP-Bedarf der Bündelscheidezellen durch die PEPCK-Reaktion erhöht. Um diesen zu decken, nutzen die Mitochondrien das freigesetzte NADH für die Atmungskette zur ATP-Synthese.[16] Aus den Mitochondrien gebrachtes Pyruvat passiert nicht direkt die Plasmodesmen zurück in die Mesophyllzelle, sondern über Alanin. Dieses wird – wie beim NAD-ME-Weg – über die wechselseitige Umsetzung durch eine Alanin-Aminotransferase umgewandelt.

Die Grana in den Chloroplasten von Mesophyll- und Bündelscheidezelle sind etwas gleich stark ausgeprägt.[18]

Regulation[Bearbeiten]

Drei für die Arbeitsteilung notwendige Schlüsselenzyme werden durch Licht reguliert, so dass der zugrunde liegende C4-Stoffwechsel nur am Tag durchgeführt wird.[22]

  • So liegt die PEP-Carboxylase (PEPC) während der Nacht in einer inaktiven Form vor. Gegenüber seinem Substrat PEP ist die Affinität stark herabgesetzt. Außerdem wird PEPC effektiv durch Malat gehemmt. Dies soll verhindern, dass PEP unnötigerweise für eine andere Reaktion irreversibel verbraucht wird. Die Enzymaktivität wird jedoch – analog wie bei CAM-Pflanzen – zusätzlich durch reversible Phosphorylierung an einem Serinrest reguliert. Am Tag wird hierbei eine Protein-Serin-Kinase aktiviert, die ihrerseits Phosphatgruppen auf PEPC überträgt. Dies hat zur Folge, dass unter Belichtung PEPC in seine katalytische aktive Form überführt wird. Die aktive, phosphorylierte Form ist auch wesentlich unempfindlicher gegenüber Malat. In der Dunkelheit dephosphoryliert eine zuständige Phosphatase PEPC und inaktiviert sie damit.
PPDK wird durch ein Regulatorprotein (PDRP) ein- und ausgeschaltet. In der dephosphorylierten Form ist es aktiv. Die Dephosphorylierung erfolgt mittels anorganischem Phosphat Pi, wobei Pyrophosphat freigesetzt wird. Für die Phosphorylierung nutzt das Regulatorprotein ADP.
  • Die Pyruvat-Phosphat-Dikinase (PPDK) wird ebenfalls über eine Phosphorylierung durch Licht reguliert. Dies erfolgt durch eine bifunktionelle Serin/Threoninkinase – dem Regulatorprotein (PDRP oder kurz RP[23]). Es katalysiert sowohl die Übertragung einer Phosphatgruppe auf ein Threoninrest der PPDK (Kinasefunktion) als auch deren Entfernung (Phosphatasefunktion). Interessanterweise verwendet das Regulatorprotein im Gegensatz zu den meisten Kinasen nicht ATP, sondern ADP als P-Donor. Darüber hinaus erfolgt die Dephosphorylierung nicht wie bei den meisten Phosphatasen mittels Wassers, sondern durch anorganisches Phosphat.[24] Die phosphorylierte Form von PPDK ist – im Gegensatz zu PEPC – inaktiv. ADP, das Substrat für die Kinase, ist gleichzeitig ein starker kompetitiver Inhibitor der Phosphatase. Daher wird PDRP durch den ADP-Level des Stroma reguliert: Unter Belichtung ist die ADP-Konzentration gering, im Dunkeln dagegen hoch. Infolgedessen wird PPDK unter Licht dephosphoryliert und damit eingeschaltet. Im Dunkeln passiert es andersherum, PDRP phosphorylisiert PPDK, dieses wird dadurch inaktiviert.[23]

Besondere Formen der C4-Photosynthese[Bearbeiten]

C4-Photosynthese ohne Kranz-Anatomie[Bearbeiten]

Modell der C4-Photosynthese innerhalb derselben Zelle am Beispiel von Suaeda aralocaspica.

Es wurden Landpflanzen entdeckt, die zwar eine C4-Phothosynthese betreiben, jedoch keine Kranz-Anatomie wie die meisten C4-Pflanzen aufweisen. Vier Arten, die zur Familie der Gänsefußgewächse gehören, Bienertia sinuspersici, Bienertia cycloptera, Suaeda aralocaspica und Bienertia kavirense, vollführen diesen Stoffwechselweg innerhalb einer Zelle.[18][25]

Diese Pflanzen wachsen in Wüstengegenden: B. sinuspersici in Ländern um den persischen Golf, B. cycloptera im Bereich Türkei, Afghanistan, Iran, B. kavirense in der iranischen Salzwüste (Dascht-e Kawir) und S. aralocaspica, eine Salzpflanze, in Zentralasien.

Die C4-Photosynthese wird wie bei C4-Pflanzen mit Kranzanatomie durch eine räumliche Aufteilung von CO2-Vorfixierung und eigentlicher Endfixierung im Calvin-Zyklus erreicht, wobei dies hier intrazellulär erfolgt. Bei den oben genannten Pflanzen liegt eine C4-Photosynthese des Typs NAD-ME vor.

In S. aralocaspica findet man lange Palisadenparenchymzellen, bei denen der nach außen gelegene (distale) Bereich zur CO2-Vorfixierung dient und bei der der nach innen gelegene (proximale) Bereich zur Fixierung im Calvin-Zyklus. Eine große Vakuole trennt beide Reaktionsräume.[15] Die Bienertia-Arten zeigen einen anderen Aufbau. Dort gibt es ein dünnes cytosolisches Kompartiment am Rand und ein ungewöhnliches zentrales Kompartiment mit vielen Chloroplasten in der Mitte. Auch hier erfolgt eine der Kranzanatomie analoge räumliche Aufteilung zwischen Vorfixierung durch PEP und Fixierung durch RuBisCO.

Bei der innerhalb einer Zelle stattfindenden C4-Photosynthese gibt es zwei verschiedene Arten von Chloroplasten („dimorphogene Chloroplasten“), die sich in ihrer Biochemie, dem Speichern von Stärke und in der Ultrastruktur unterscheiden. So sind die Grana bei den nach außen liegenden Chloroplasten schlechter entwickelt, sie speichern kaum Stärke und das Enzym PPDK ist dort zum Aufbau von PEP aktiv. Die anderen, nach „innen“ liegenden Chloroplasten, verfügen über RuBisCO, gut entwickelten Grana und speichern Stärke. Diese Unterschiede sind analog derer wie bei den jeweiligen Chloroplasten in Mesophyllzellen und Bündelscheidenzellen. Das Zytoskelett gewährleist die Trennung dieser funktionell unterschiedlichen Chloroplasten innerhalb der Zelle.

Mit den „inneren“ Chloroplasten sind auch Mitochondrien und Peroxisomen vergesellschaftet. Damit wird bei der Decarboxylierung von Malat das freiwerdende Kohlenstoffdioxid in unmittelbarer Nähe zu RuBisCO gebracht. Außerdem erhöht sich die Wahrscheinlichkeit, dass der während des photorespiratorischen Stoffwechselweges freigesetzte Kohlenstoffdioxid gleich refixiert wird.

Vermutlich führen auch die marine Makroalge Udotea flabellum und die einzellige Kieselalge Thalassiosira weissflogii eine C4-Photosynthese innerhalb derselben Zelle durch.

Fakultative C4-Photosynthese[Bearbeiten]

Die Grundnessel, eine fakultative C4-Süßwasserpflanze ohne Kranz-Anatomie

In der Grundnessel, eine Süßwasserpflanze, wurde eine C4-Photosynthese identifiziert, obwohl sie keine Kranzanatomie aufweist. Wenn der CO2-Gehalt des Wasser hoch ist, findet eine C3-Photosynthese statt. Die Grundnessel schaltet bei sinkenden CO2-Konzentrationen auf einen C4-Stoffwechsel um, so dass man hier von einer fakultativen C4-Pflanze spricht.[26]

Obwohl HCO3 in Gewässern in höherer Konzentration vorliegt als CO2, nimmt die Pflanze Kohlenstoffdioxid auf. Dies liegt daran, dass ihre adaxialen Wände einen niedrigen pH-Wert haben, womit sich das Gleichgewicht von HCO3 und CO2 zugunsten CO2 verschoben wird. CO2 wird vorfixiert und in einem C4-Stoffwechsel des NADP-ME-Typs in den Chloroplasten gebracht und dort angereichert.

Bei hohen Temperaturen hat der CO2-konzentrierende C4-Stoffwechsel der Grundnessel Vorteile gegenüber anderen C3-Süßwasserpflanzen. Während des Tages steigt der O2-Gehalt des Wassers an, während der CO2-Gehalt sinkt. Zudem kann CO2 nicht so schnell in Wasser diffundieren wie in der Luft, die Verluste durch Photorespiration steigen. Die Grundnessel vermag trotzdem eine effiziente Photosynthese zu betreiben.

C4-CAM-Intermediäre[Bearbeiten]

In Portulaca mundula finden sowohl CAM als auch eine C4-Photosynthese statt.

Der Crassulaceen-Säurestoffwechsel (CAM) ist wie die C4-Photosynthese eine CO2-Anreicherungspumpe. Die Vor- und Endfixierung von CO2 jedoch erfolgen nicht räumlich wie bei C4-Pflanzen, sondern beide Vorgänge sind bei zeitlich voneinander getrennt. Dabei betreiben CAM-Pflanzen parallel auch eine klassische C3-Photosynthese. Dies geschieht beispielsweise in Phase II und IV obligater CAM-Pflanzen. Alternativ wurden C3-CAM-Arten entdeckt, die erst nach einem induzierten Schlüsselreiz wie Trockenheit oder Salinität in den CAM-Modus wechseln. In allen Fällen betreibt dieselbe Pflanzenzelle sowohl CAM als auch einen C3-Stoffwechsel.

Für C4-Pflanzen gibt es im Gegensatz dazu nur sehr wenige Beispiele, dass CAM und C4-Stoffwechsel innerhalb derselben Pflanze durchgeführt werden. Der Großteil der C4-Pflanzen sind Gräser, bei denen kein CAM auftritt, während man bei typischen CAM-Pflanzen wie Orchideen oder Bromeliengewächse nie eine C4-Photosynthese nachgewiesen hat. So hat man nur in der Familie der Portulakgewächse wenige Arten entdeckt, die beide Stoffwechselwege nutzen können, beispielsweise Portulakröschen, Sommer-Portulak oder Portulaca mundula.[27] CAM läuft dabei in den sukkulenten Zellen im Inneren von Stamm und Blatt ab, während die C4-Photosynthese in den nach Außen liegenden Blattzellen dominiert. Daher werden beide Stoffwechselwege nicht innerhalb derselben Zelle betrieben, was darauf hinweist, dass CAM und C4-Photosynthese inkompatibel sind.[28]

Hierfür werden mehrere Gründe genannt. So ist es biochemisch schwierig, beide Stoffwechselwege gerade aufgrund ihrer Ähnlichkeit zu regulieren. Darüber hinaus liegen für beide Wege unterschiedliche anatomische Charakteristika und Transportmechanismen zugrunde. Diese Spezialisierungen sind für die Funktion essentiell, lassen sich aber nicht kombinieren. Schließlich ergeben zwei gleichzeitige CO2-Konzentrierungsmaßnahmen innerhalb eines Blattes keinen ökologischen Vorteil. Außerdem verlaufen die ersten evolutionären Entwicklungsschritte aus C3-Pflanzen grundverschieden.

„C3-C4-intermediäre Pflanzen“[Bearbeiten]

Eine Reihe von C3-Pflanzen teilen grundlegende Eigenschaften einer C4-Pflanze. So weisen sie eine C4-typische anatomische Organisation der Blätter mit grünem Mesophyll- und Bündelscheidengewebe auf und konzentrieren Kohlenstoffdioxid tatsächlich auch in den Bündelscheiden. Darüber hinaus liegt ihr CO2-Kompensationspunkt zwischen C3- und C4-Pflanzen.[29] Auf der anderen Seite betreiben diese keinen charakteristischen Transport von C4-Dicarbonsäuren wie alle C4-Pflanzen.

Fälschlicherweise wurden solche Pflanzen aufgrund ihrer anatomischen Ähnlichkeit als „C3-C4-(intermediäre) Pflanzen“ oder C3-C4-Mischformen bezeichnet, dies ist jedoch aufgrund der biochemischen Unterschiede und des grundverschieden gearteten CO2-Konzentrierungsmechanismus nicht angemessen.[30]

Biochemische Grundlage dieser Pflanzen ist die sogenannte C2-Photosynthese, die auf photorespiratorische Vorgänge beruht. Wenn RuBisCO Sauerstoff anstatt Kohlenstoffdioxid als Substrat verwendet, entsteht 2-Phosphoglycerat, das in einem aufwendigen Prozess regeneriert wird. Im Zuge der Photorespiration werden u. a. zwei Moleküle Glycin zu Serin und CO2 durch den Glycin-Decarboxylase-Komplex (GDC) umgesetzt. In Pflanzen mit C2-(und C4-)Photosynthese ist GDC nur in den Bündelscheidezellen lokalisiert und aktiv, so dass das aus den Mesophyllzellen transportierte Glycin dort decarboxyliert und um die Chloroplasten angereichert wird. Durch diesen Shuttletransport von Glycin, einer C2-Verbindung, hat man diese besondere Form des Stoffwechsels als „C2-Photosynthese“ bezeichnet. Der Vorteil dieses C2-Shuttles ist die Tatsache, dass – sollte CO2 doch freigesetzt werden – es einen sehr weiten Diffusionsweg durch mehrere Zellen zum Blattäußeren hätte. Dies erhöht die Chance für ein Wiedereinfangen erheblich. Darüber hinaus wird CO2 durch die GDC-Aktivität in der Bündelscheidenzelle lokal konzentriert, so dass dort die Photorespiration signifikant reduziert wird.

C2-Pflanzen wurden beispielsweise in den Gattungen der Salzkräuter, Sonnenwenden, Rispenhirsen, Flaveria sowie Moricandia entdeckt.

Bedeutung[Bearbeiten]

Ökophysiologische Aspekte[Bearbeiten]

Die Evolution des C4-Stoffwechsels ist eine biochemische Anpassung auf die sinkende CO2-Konzentration der Atmosphäre. Durch den C4-Stoffwechel mit seiner aktiven CO2-Pumpe genießt die Pflanze damit mehrere ökologische Vorteile gegenüber C3-Pflanzen, da unter Energieverbrauch die Kohlenstoffdioxidkonzentration um RuBisCO stark erhöht wird. Dies mindert zum einen erheblich photorespiratorische Verluste. Während C3-Pflanzen mindestens 30 % des photosynthetisch gewonnenen Kohlenstoffdioxids verlieren, können C4-Pflanzen die Photorespiration selbst unter steigenden Temperaturen vermeiden. Dieser ökophysiologische Vorteil kommt besonders bei Temperaturen über 25 °C zum Tragen, so dass C4-Pflanzen in heißen Klimazonen große Verbreitung finden.[31] Bei steigender Temperatur löst sich Sauerstoff besser im Vergleich zu CO2, so dass es bei C3-Pflanzen zu größeren Verlusten durch Photorespiration aufgrund der Oxygenaseaktivität der RuBisCO kommt, die bei C4-Pflanzen reduziert bis vollständig unterdrückt werden kann. In diesen Gegenden beginnen die negativen Auswirkungen der Photorespiration von C3-Pflanzen damit am stärksten zu wirken.

Darüber hinaus begünstigt der C4-Stoffwechsel unter natürlichen Wachstumsbedingungen den Stickstoffbedarf. Für C4-Pflanzen ist er niedriger, da sie weniger RuBisCO benötigen. Diese kann nämlich aufgrund der höheren CO2-Sättigung (70 µmol/Liter) effizienter arbeiten, Verluste durch Photorespiration sind minimal. Das RuBisCO der C3-Pflanzen dagegen muss mit rund 10-mal niedrigeren CO2-Konzentrationen auskommen, so dass Enzym weit unterhalb der maximalen Reaktionsgeschwindigkeit arbeitet.[31] Sie versuchen dies auszugleichen, indem sie in ihren Chloroplasten hohe Mengen des Enzyms anhäufen. Man hat berechnet, dass bei 30 °C ein C4-Blatt etwa 13–20 % der Menge an RubisCO eines C3-Blattes benötigt, um dieselbe Photosyntheserate (bei gesättigter Lichtstärke) zu erreichen.[32] Es muss dabei aber angemerkt werden, dass typische C4-Enzyme – wie die PPDK und PEPC – einen erhöhten Stickstoffbedarf nach sich ziehen. Insgesamt schätzt man, dass die sogenannte Stickstoffnutzungseffizienz (NUE, nitrogen use efficiency) in C4-Pflanzen mindestens doppelt so hoch ist wie in C3-Pflanzen. Wachsende Aufmerksamkeit gewinnen auch tropische C4-Futtergräser, die mit stickstofffixierenden Bakterien vergesellschaftet sind und somit kaum einer zusätzlichen Düngung bedürfen.

Die aktive Erhöhung des Kohlenstoffdioxids wirkt sich auf die CO2-Sättingungskurfe und dem CO2-Kompensationspunkt aus. Letzterer ist bei C4-Pflanzen mit 0,0005 Volumen-% oder geringer weitaus niedriger als bei C3-Pflanzen mit 0,0100 Volumen-%. Sinkende CO2-Konzentrationen begünstigen daher C4-Pflanzen; zieht man beispielsweise in einem geschlossenen Behälter eine C3- und eine C4-Pflanze unter Dauerlicht an, konkurrieren zwar beide um Kohlenstoffdioxid. Dies gelingt der C4-Pflanze besser, so dass sie die C3-Pflanze tatsächlich zum Absterben bringt. Dagegen lässt sich mit einer Erhöhung der CO2-Konzentration keine Steigerung der Photosyntheseleistung von C4-Pflanzen beobachten. Steigende CO2-Werte in der Atmosphäre begünstigen vielmehr C3-Pflanzen.[33] Dies liegt daran, dass im Gegensatz zum C4-Stoffwechsel der C3-Stoffwechsel immer abhängig von der Diffusionsgeschwindigkeit des Kohlenstoffdioxids ist.

C4-Pflanzen sind den meisten C3-Pflanzen dadurch überlegen, dass sie durch ihre Kohlenstoffdioxidanreicherung Wasser ökonomischer nutzen können (WUE, water use efficiency, dt: Wassernutzungseffizienz): Die optimale Wachstumstemperatur liegt zwischen 30 und 40 °C, für C3-Pflanzen dagegen bei 20 bis 30 °C.[5] C4-Pflanzen können ihre Stomata über einen längeren Zeitpunkt weitgehend, aber nicht vollständig schließen, um damit den Wasserverlust ohne Gefährdung der Kohlenstoffbilanz zu senken. Während C4-Pflanzen zur Bildung von 1 g Trockenmasse 230 bis 250 ml Wasser benötigen, liegt der Bedarf für C3-Pflanzen zwei bis dreimal so hoch.

Aufgrund der CO2-Pumpe ist der Energiebedarf von C4-Pflanzen höher als bei C3-Pflanzen. So beträgt er beim NADP-ME-Typ und NAD-ME-Typ 5 ATP und 2 NADPH pro fixiertem CO2-Molekül. C3-Pflanzen benötigen 3 ATP und 2 NADPH pro fixiertem CO2-Molekül, wobei diese Werte die photorespiratorischen Verluste außer Acht lassen. C4-Pflanzen des PEPCK-Typs benötigen 3,6 ATP und 2,3 NADPH pro fixiertem CO2-Molekül.[18] Durch verstärkte zyklische Photophosphorylierung (Photosystem I) können aber auch leicht ATP zur Verfügung gestellt werden.[9] Aufgrund des erhöhten Energiebedarfs benötigen C4-Pflanzen im Vergleich zu C3-Pflanzen mehr Licht. Dies erklärt, warum man sie in stark besonnten Standorten bevorzugt findet. Auch der Lichtkompensationspunkt ist im Vergleich zu C3-Pflanzen höher, jedoch findet keine Sättigung unter natürlichen Lichtbedingungen statt.

In kühlen und kalten Klimazonen treten dagegen sehr wenige C4-Pflanzen auf und sind anscheinend den C3-Pflanzen unterlegen.[5] Zunächst wurde postuliert, dass der C4-Stoffwechsel an Kälte schlecht angepasst sei, während er bei hohen Temperaturen Vorteile zeigt. Hierfür wurden zunächst physiologische Gründe aufgeführt, beispielsweise wegen einer Labilität der am C4-Stoffwechsel beteiligten Enzyme. Eine andere Theorie geht davon aus, dass alle C4-Pflanzen ursprünglich von C3-Pflanzen entstanden sind, die sich an heiße und trockene Klimazonen angepasst haben. Daher konnten die daraus entstandenen Pflanzen sich nicht mehr in kalten Regionen ausbreiten. Da einige C4-Pflanzen dennoch eine gewisse Kältetoleranz entwickelt haben, ist Kälte an sich anscheinend keine unüberwindbare Barriere. Jene Pflanzen benötigen aber trotzdem warme oder saline Mikrohabitate, beispielsweise südliche alpine Hänge, die während des Tages ausreichend besonnt werden und somit warm genug sind.

Ökonomische Aspekte[Bearbeiten]

C4-Pflanzen können zur Produktion von Biomasse für die Energiegewinnung genutzt werden. Chinaschilf erreicht Erträge von 15 bis 25 Tonnen Trockenmasse je Hektar und Jahr.[34] In den USA dient Mais, in Brasilien hauptsächlich Zuckerrohr als Grundlage für Biokraftstoff. Alternativ werden kältetolerante C4-Gräser wie Rutenhirse zur Herstellung von Cellulose-Ethanol diskutiert.[32] Unter künstlich optimierten Bedingungen, beispielsweise durch ausreichende Bewässerung, lassen sich generell die Produktivitätsraten von C4-Pflanzen steigern. So stellen Mais- oder Zuckerrohrplantagen, falls ausreichend gedüngt und bewässert, zu den produktivsten landwirtschaftlichen Ökosystemen.[35]

Ein Problem der wachsenden Weltbevölkerung (Überbevölkerung) ist die Verknappung der Lebensmittelvorräte, zumal immer weniger Land für eine landwirtschaftliche Nutzung verfügbar sein wird. Eine Möglichkeit, um die Ernteerträge zu steigern, könnte durch die C4-Photosynthese realisiert werden. Insbesondere in wärmeren Regionen der Welt ist sie von Vorteil, da dort C3-Pflanzen, wie beispielsweise Reis, C4-Pflanzen immer in ihrer Photosytheseproduktivität unterlegen sind. Ein Ansatz hierfür liegt darin, bereits in der Natur vorhandene, jedoch nicht landwirtschaftlich nutzbare C4-Pflanzen wie Hühnerhirse zu Reis-ähnlichen Getreide zu züchten.[36] Hühnerhirse nutzt eine C4-Photosynthese des Types PEPCK.

Alternativ gibt es Überlegungen und Versuche bei C3-Pflanzen, die Photosyntheserate durch Einbringen verschiedener Gene aus C4-Pflanzen zu erhöhen, beispielsweise beim Reis („C4-Reis“). Bisher waren sie wenig erfolgversprechend.[36] Ein Grund, warum Reis oder nahe Verwandte keine C4-Photosynthese ausbilden konnten, liegt daran, dass es nur ein einziges, C4-verwandtes PEPC-Enzym gibt. Dieses ist aber spezifisch an der Ammoniumassimilation im Chloroplasten beteiligt, so dass es schlecht für eine andere Aufgabe genutzt werden kann. Dies behindert auch ein evolutionären Ausprägung in Richtung C4-Photosynthese.[37]

Prinzipiell sind zwei Wege möglich, um eine C3-Pflanze in eine C4-Pflanze zu transformieren und damit die Produktivität zu steigern:

  • Entweder geht man von einem Einzellenmodell aus, bei der die C4-Photosynthese nicht wie üblich in zwei verschiedenen Zellen stattfindet, sondern innerhalb derselben Zelle. Auch in der Natur gibt es Pflanzen, die die räumliche Trennung zwischen CO2-Vorfixierung und Calvin-Zyklus in ein und derselben Zelle bewerkstelligen (siehe Abschnitt oben). Für die Umwandlung müsste man verschiedene Schritte durchführen, um C4-spezifische Eigenschaften in die Zelle zu bringen. So soll u.a. das Carboxylierungsenzym PEPC im Cytosol vorliegen, die Carboanhydrase-Aktivität von Chloroplasten ins Cytosol verlegt, effiziente Transporter in der Chloroplastenmembran eingeführt und eine räumliche Trennung von PEPC und RuBisCO erreichen werden.
  • Das andere Modell ist ein Zweizellenmodell, bei dem versucht wird, eine anatomische Spezialisierung wie bei den meisten C4-Pflanzen mit Kranz-Anatomie zu erreichen. Hierfür wären aber sehr viel mehr genetische Eingriffe erforderlich als beim Einzellenmodell, zumal auch ein neuer, spezialisierter Zelltyp gebildet werden müsste.

Isotopendiskriminierung[Bearbeiten]

C4-Pflanzen lassen sich durch das Verhältnis der beiden Kohlenstoffisotope 12C und 13C erkennen. Die beiden Isotope kommen in der Erdatmosphäre mit 98,89 % und 1,11 % vor[38] (das radioaktive Isotop 14C spielt in diesem Zusammenhang keine Rolle[39]). Obwohl sich die chemischen Eigenschaften 12CO2 und 13CO2 gleichen, reagiert RuBisCO mit dem leichteren Kohlenstoffisotop schneller. Der Grund ist zum einen, dass das schwerere 13CO2 langsamer diffundiert. Zum anderen hat RuBisCO einen intrinsischen Diskriminierungswert gegenüber 13CO2.[40] In C3-Pflanzen ist durch diese Isotopendiskriminierung das 13C/12C Verhältnis höher als in der Atmosphäre.

Das Verhältnis wird durch einen Quotienten, dem δ-13C-Wert, ausgedrückt:

\delta ^{13} C\ \lbrack {}^{0\!}\!/\!_{00} \rbrack = \frac {\frac {{}^{13}C} { {}^{12}C}\ \text{der Probe} - \frac {{}^{13}C} { {}^{12}C}\ \text{im Standard}} {\frac {{}^{13}C} { {}^{12}C}\ \text{im Standard}} \cdot 1000^{0\!}\!/\!_{00}

Als Standard ist ein bestimmtes Kalkgestein definiert (Pee Dee Belemnite), der Wert in der Probe wird massenspektrometrisch bestimmt. Produkte der C3-Photosynthese besitzen δ-13C-Werte von durchschnittlich −28 ‰.

Die PEP-Carboxylase präferiert 12CO2 weniger stark als RubisCO, in C4-Pflanzen wird jedoch fast das gesamte CO2 durch die PEP-Carboxylase vorfixiert. Durch die hohe interne CO2-Konzentration in den Bündelscheidenzellen kommt auch die Diskriminierung der RubisCO nicht zum Tragen. Daraus ergibt sich für C4-Pflanzen ein δ-13C-Wert von durchschnittlich −14 ‰.

Durch Bestimmung des δ-13C-Wertes mittels Massenspektrometrie kann man daher die Photosyntheseprodukte aus C3- und C4-Pflanzen unterscheiden, was vielfach genutzt wird. In der Lebensmittelanalyse kann damit die Herkunft des Zuckers (Saccharose) bestimmt werden, beispielsweise, ob Zucker aus der Zuckerrübe (C3) oder aus Zuckerrohr (C4) stammt oder Honig mittels Rohrzucker „gestreckt“ wurde.[41] Durch Analyse der (fossilen) Proben aus Fett, Knochen oder Zähnen von Tieren können Rückschlüsse daraus gezogen werden, ob und wann sie Weidegründe mit beispielsweise C4-Pflanzen genutzt haben. Dies lässt sich auch mit Untersuchungen aus Bodenproben kombinieren, so dass historische Vegetationsänderungen, wie beispielsweise ein Wechsel von C3- zu C4-Gräsern, belegt werden können.[42]

Vergleich zwischen C3-, C4- und CAM-Pflanzen[Bearbeiten]

Vergleich zwischen C3-, C4- und CAM-Pflanzen[43][44]
Merkmal C3 C4 CAM
Transpirationsquotient [ml (H2O) pro g (C)] 450–900 250–350 18–100 (während der Nacht) bzw. 150–600 (während des Tages)
Wassernutzungseffizienz (erzeugtes Trockengewicht in g pro g Wasserverlust) 1,05–2,22 2,85–4,00 8,0–55,0
maximale Photosyntheserate [µmol fixiertes CO2 / Blattfläche m2 · Sekunde] 20–40 30–60 5–12 (im Licht) bzw. 6–10 (im Dunkeln)
Temperaturoptimum 15–25 °C 30–47 °C 35 °C
Zugewinn an Trockenmasse ([Tonnen / Hektar · Jahr]) 10–25 40–80 6–10
δ-13C-Werte −32 bis −20 ‰ −17 bis −9 ‰ −17 bis −9 ‰ (Trockenheit) bzw. −32 bis −20 ‰ (gut versorgt mit H2O)

Evolution[Bearbeiten]

Auftreten und Ausbreitung erster C4-Pflanzen[Bearbeiten]

Das erste Auftreten von C4-Pflanzen ist noch Gegenstand der Forschung. Für die Datierung werden verschiedene Techniken wie DNA-Analysen (phylogenetische Studien), geochemische Signale (z. B. das Isotopenverhältnis von 12C und 13C), Fossile und Mikrofossile (Pollen, Phytolithe) genutzt.

Es gibt immer mehr Hinweise darauf, dass der Ursprung der C4-Photosynthese während des Oligozäns etwa 30 Millionen Jahren vor unserer Zeit liegt.[3] Sinkende Temperaturen und Kohlenstoffdioxidkonzentrationen (von etwa 1000 ppm auf etwa 300 ppm) kennzeichnen diese Periode. Darüber hinaus stieg die atmosphärische O2-Konzentration von 18 % auf 21 %. Das dadurch vorherrschende für die C3-Photosynthese ungünstige Verhältnis von Sauerstoff zu Kohlenstoffdioxid (hohe Photorespiration) wird als primärer evolutionären Schrittmacher für die Entwicklung CO2-konzentrierender Maßnahmen in Pflanzen gesehen, was zur C4- und CAM geführt hatte. Vermutlich herrschte zunächst bei Wasserpflanzen ein hoher Selektionsdruck, die zu einen C4-Stoffwechsel oder CAM geführt hatten.[45] Darüber hinaus führten die klimatischen Änderungen dazu, dass gerade wärmere Gegenden arider wurden, was die Selektion für C4- und CAM-Pflanzen noch weiter begünstigt haben müsste.

Von etwa 7.500 C4-Pflanzen aus 19 Angiospermfamilien sind etwa die Hälfte Gräser. Sie sind aus 23 unabhängigen Ursprüngen entstanden. Unter ihnen zählen welche sowohl zu den ältesten C4-Pflanzen (Chloridoideae), es sind aber auch phylogenetisch sehr junge Arten darunter wie beispielsweise bei Neurachne. Knapp die andere Hälfte zählt zu den Sauergrasgewächsen, die sich aus sechs Kladen entwickelt haben. Die restlichen C4-Pflanzen zählen zu den Eudikotyledonen. C4-Gräser sind jedoch nicht notwendigerweise vor den C4-Eudikotyledonen entstanden, da sich in beiden Gruppen sehr alte und sehr neue Abstammungslinien finden.[46]

Sinkende CO2-Konzentrationen werden als ein wichtiger evolutionärer Auslöser und allgemeine Grundvoraussetzung für die Entstehung von C4-Pflanzen betrachtet, sind aber kein Alleinstellungsmerkmal. Da die C4-Photosynthese auch während der 30 Millionen Jahre nach dem ersten Evolutionsschub entstanden sind, müssen weitere, lokal vorherrschende Faktoren eine große Rolle gespielt haben. Es gibt sechs globale Zentren, die als Keimzelle für vieler C4-Eudikotyledonen und mancher Gräser angesehen werden: Nord- und Südamerika, Südafrika, Nordostafrika und Arabien, Zentralasien sowie Australien. Diese Regionen sind in der Regel warm und trocken bis halbtrocken, erfahren aber regelmäßige Niederschläge während des Sommers. Auch salide, sandige oder trockene Böden begünstigen die Entstehung und Ausbreitung von C4-Pflanzen, da sie die Wasserverfügbarkeit senken. Dies würde erklären, warum C4-Pflanzen dagegen in feuchten, beschatteten Wäldern kaum vorkommen. Ein weiterer Faktor sind Standorte mit hohem Lichteinfall. Etwa vor 23 Millionen Jahre waren C4-Pflanzen bereits in Afrika, Amerika und Südasien verbreitet. Die Ausbreitung erfolgte allmählich, besonders in niederen und mittleren Breiten. Eine zweite evolutionäre Entstehungsphase von C4-Pflanzen wird auf frühe Miozän verortet, bei dem ein weiteres Absinken der CO2-Konzentration erfolgt ist.

Eine globale, ökologische Bedeutung erfolgte durch eine sehr starke Ausbreitung von C4-Gräsern, und damit eine Ausweitung der von C4-Pflanzen dominierenden Ökosystemen in Graslandschaften und Savannengebieten. Diese fand zum Ende des Miozäns und Beginn des Pliozäns vor 2–8 Millionen Jahren statt.[47] Es ist umstritten, ob ein weltweit gemeinsamer Faktor wie ein weiterer Abfall der atmosphärischen CO2-Konzentration dafür alleinverantwortlich war (zumindest sind sie eine signifikante Voraussetzung und erhöhen die Wahrscheinlichkeit). Die Verdrängung von C3-Gräsern und Baumlandschaften durch C4-Graslandschaften wurde durch steigende Aridität und Koevolution großer Weidetiere (Nordamerika) bzw. durch regionale Trockenperioden und Freuerausbrüchen gefördert (Afrika, Südasien).

Ob bereits eine C4-Photosynthese sehr viel früher stattgefunden hat, kann durch heutige Untersuchungstechniken nicht eindeutig geschlussfolgert werden. Beispielsweise können Isotopenwerte aus marinen Sedimenten im heutigen Afrika so gedeutet werden, dass erste C4-Pflanzen bereits vor 90 Millionen Jahre existierten. Ein hypothetisch noch früherer möglicher Zeitpunkt wäre der Übergang vom späten Karbon zum frühen Perm vor etwa 300 Millionen Jahren, da sich durch das vorherrschende Verhältnis von Sauerstoff zu Kohlenstoffdioxid die Photorespiration spürbar bemerkbar gemacht hatte. Wahrscheinlich entstanden in dieser Periode die kohlenstoffdioxidkonzentrierenden Mechanismen in Algen, um den stark sinkenden CO2-Konzentrationen (2500 ppm auf etwa 1000 ppm) und steigenden O2-Konzentration (etwa 30 %) zu begegnen. Zusammenfassend gibt es bisher keinen überzeugenden Nachweis für ein Auftreten von C4-Pflanzen vor dem Oligozän.

Entwicklung des C4-Stoffwechsels[Bearbeiten]

Durch phylogenetische Untersuchungen von C3- und C4-Pflanzen sowie C3–C4-Zwischenstufen hat man ein Modell erarbeitet, dass den Übergang von C3- zur C4-Photosynthese beschreibt. Dies umfasst mehrere biochemische und anatomische Veränderungen und kann in folgende, übergeordnete Entwicklungsschritte zusammengefasst werden:[21][9]

  1. Genetische Voraussetzungen
  2. Ausbildung einer (Proto)-Kranzanatomie
  3. Etablierung einer C2-Photosynthese
  4. Entwicklung des vollständigen C4-Dicarbonsäurestoffwechsels
  5. weitere Optimierungen

Jeder der dabei vorkommenden Schritte bietet selbst einen evolutionären Vorteil gegenüber der letzten Entwicklungsstufe. Dies würde auch erklären, warum die Entwicklung aus verschiedenen und voneinander unabhängigen Arten stattfinden konnte. Der C4-Stoffwechsel ist weder aus einem spezifischen biochemischen Weg noch aus einer bestimmten anatomischen Struktur heraus entstanden (nur die CA- und PEPC-Reaktion haben alle C4-Pflanzen gemeinsam). Es ist das Resultat einer Kombination von Merkmalen, deren gemeinsames Auftreten einen bestimmten Zustand – die C4-Photosynthese – anzeigt.[21] Daher verwenden manche Autoren in der Literatur auch die Bezeichnung „C4-Syndrom“.

Genetische Grundvoraussetzungen[Bearbeiten]

Erleichtert wird die Evolution von C3- zu C4-Stoffwechsel deswegen, weil viele biochemische Reaktionen bereits in C3-Pflanzen in ähnlicher Form vorkommen. [45]. Jedoch nehmen die dabei beteiligten Enzyme an Reaktionen teil, die nicht notwendigerweise in photosynthetisch aktivem Gewebe ablaufen.[37]

Tatsächlich stammen alle an der C4-Photosynthese beteiligten Enzyme ursprünglich von nicht-photosynthetischen Isoformen ab und sind an anderen Aufgaben beteiligt. Auch die für die neue Funktion erforderliche Regulation des Enzyms ändert sich. Dies ist mit PEPC am besten dokumentiert. Im Gegensatz zu nicht-photosynthetischer PEPC zeigt die „C4“-PEPC eine verringerte Affinität zu PEP, aber eine erhöhte zu Bicarbonat. Die allosterische Hemmung durch Aspartat und Malat ist geringer, die gegenüber Glucose-6-phosphat und Glycin höher. Alle Änderungen basieren nur auf geringe genetische Unterschiede.

Eine Grundvoraussetzung für die Umfunktionierung von am C4-Stoffwechsel beteiligter Enzyme ist das Vorhandensein redundanter Gene im Genom, beispielsweise als Folge von Genduplikationen. Dadurch können Genkopien jener Enzyme verschiedenen Mutationen ausgesetzt sein, ohne dass sich diese gleich letal für die Pflanze auswirkt. Diese Mutationen umfassen ein zellspezifisches Ausschalten bzw. eine Anpassung an die katalytischen Eigenschaften und Kinetiken der korrespondierenden Enzyme oder der Entstehung einer Kranzanatomie, die für einen C4-Stoffwechsel notwendig ist. Auch eine damit einhergehende neuartige Enzymregulation ist erforderlich. Bei Gräsern könnte daher die vor etwa 70 Millionen Jahre stattgefundene Genomduplikation das mehrfache Entstehen der C4-Photosynthese begünstigt haben.[21]

Proto-Kranzanatomie[Bearbeiten]

Als erster Schritt wird die Entwicklung der entscheidenden anatomischen Grundlage des C4-Stoffwechels angesehen: die Kranzanatomie. Dadurch kann gewährleistet werden, dass der Transport von vorfixierten Kohlenstoffdioxid aus dem Mesophyllzellen (M) in die Bündelscheidenzellen (BS) so schnell wie möglich erfolgen kann. Idealerweise stehen also beide Zelltypen in unmittelbaren Kontakt zueinander. Ein Schritt in diese Richtung ist die Erhöhung der Leitbündelzahl in einem (planaren) Blatt, was auch die strukturelle Integrität des Blattes erhöht. Darauf folgt im zweiten Schritt eine „Aktivierung“ der BS-Zellen. Normalerweise sind die BS-Zellen einer typischen C3-Pflanze photosynthetisch wenig aktiv. Zudem ist die Anzahl seiner Zellorganellen gering, da die Photosynthese in Mesophyll abläuft. Durch die anatomischen Veränderungen Richtung C4-Photosynthese werden die BS-Zellen vergrößert, und weisen eine größere Anzahl an Zellorganellen auf, die mit einer vermehrten photosynthetischen Aktivität einhergehen (mehr Chloroplasten) und mit den stärker werdenden photorespiratorischen Effekten auch mehr Mitochondrien und Peroxisomen bilden.

Der C2-Stoffwechsel (photorespiratorische CO2-Pumpe)[Bearbeiten]

Vergleich der C3- und der C2-Photosynthese. Bei ersterer wird in jeder photosynthetisch aktiven Zelle das während der Photorespiration erzeugte Glycin zu Serin decarboxyliert, was der Glycin-Decarboxylase-Komplex (GDC) katalysiert. Bei der C2-Photosynthese ist dieser jedoch in der Mesophyllzelle inaktiv, so dass Glycin in die benachbarte Bündelscheidezelle transportiert und erst dort weiter verarbeitet wird. Dadurch wird Kohlenstoffdioxid dort bevorzugt freigesetzt und angereichert.

Ein dritter Schritt in Richtung C4 ist die Ausbildung einer C2-Photosynthese (vgl. auch Abschnitt oben). Für die Ausbildung der C2-Photosynthese ist es erforderlich, die Aktivität der GDC in den M-Zellen zu reduzieren oder ganz abzuschalten. Dies geschieht in der Regel durch Inaktivierung einer seiner vier Untereinheiten. So hat man bei der Acker-Morikandie (Moricandia arvensis) nachgewiesen, dass die P-Untereinheit des GDC-Komplexes in den M-Zellen fehlt. Infolgedessen ist der GDC-Komplex dort inaktiv. Generell werden in C2-Pflanzen die Gene für alle GDC-Untereinheiten spezifisch oder zumindest bevorzugt in BS-Zellen abgelesen. Mit dem Ausbilden einer C2-Photosynthese schritt wahrscheinlich auch die Differenzierung von BS-Zellen weiter voran (weitere Erhöhung der Organellenzahl). Die Verlagerung der GDC-Aktivität in die BS wird als Schlüsselschritt in der C4-Evolution gesehen.[21] Ferner würde bei diesem Entwicklungszustand die Photorespiration nicht mehr pauschal von Nachteil sein, da nun in dessen Zuge das in die BS-Zellen transportierte Glycin dort eine wichtige Quelle an CO2 darstellt. Daher würden weitere Anpassungen (mehr Organellen in den BS-Zellen, Optimierungen der Blattanatomie) die Nutzung dieser internen CO2-Quelle noch weiter steigern.

Neben der photorespiratorischen CO2-Pumpe könnte der nächste Schritt in Richtung C4-Photosynthese ist das verstärkte Auftreten der Carboanhydrase (CA) und PEPC im Cytosol der M-Zellen sein. In Flaveria bidentis wurde die ursprüngliche Isoform in die Chloroplasten transportiert, durch eine Mutation an einem Transitprotein verbleibt sie aber im Cytosol. CA und PEPC haben für die CO2-Vorfixierung eine Schlüsselfunktion. Ein günstiger Nebeneffekt ist auch das erleichterte Wiedereinfangen freigesetzten CO2 aus den benachbarten BS-Zellen. Für eine C4-Photosnythese muss die Aktivität weiterer an dem Stoffwechselweg beteiligten Enzyme, wie z. B. das decarboxylierende Malatenzym NAD(P)-ME, verstärkt in die BS-Zellen verlagert werden. Im Gegenzug muss die PPDK, das PEP aus Pyruvat regeneriert, vermehrt in den Chloroplasten der M-Zellen auftreten. Manche C2-Pflanzen zeigen tatsächlich eine erhöhte Aktivität dieser Enzyme gegenüber anderen C2- und C3-Pflanzen (Faktor 2-5) – bei reinen C4-Pflanzen liegt der Faktor bei etwa 10-50.[21]

Etablierung eines C4-Dicarbonsäurewegs und Optimierung[Bearbeiten]

In der letzten Phase der Entwicklung zu C4-Pflanzen wird die RuBisCO-Aktivität der M-Zellen heruntergefahren, da sonst PEPC und RuBisCO um das Substrat CO2 konkurrieren. Darüber hinaus finden in der letzten Phase weitere Optimierungen statt. So werden Enzyme weiter kompartimiert, die Lichtreaktion der PS angepasst, die Carboanhydraseaktivität in den M-Zellen stark erhöht und die zellspezifische Genexpression in den BS und M vorangetrieben. So wird für das Enzym PPDK eine Modifikation des Genpromotors als wichtiger Schritt für eine C4-Evolution angesehen, da dadurch das Gen für PPDK speziell in den M-Zellen abgelesen wird.[24]

Die Regulation und Kinetiken mancher Enzyme, wie PEPC, muss optimiert werden. So ist für die Diffusion von Malat in die BS-Zellen eine hohe Konzentration in der Mesophyllzelle nötig. Da jedoch Malat auch die „ursprüngliche“ PEPC inhibiert, muss die Sensitivität der C4-PEPC gegenüber Malat herabgesetzt werden.[21]

Da viele Metabolite zwischen zwei benachbarten Zellen transportiert werden, erfordert die Ausbildung einer C4-Photosynthese auch die notwendige Transportkapazität. All dies ermöglicht einen effizienten Transport von CO2 von der Mesophyll- in die Bündelscheidezelle.

Rückverwandlung von C4 zu C3-Photosynthese[Bearbeiten]

Eine evolutionäre Rückverwandlung von C4- zur ursprünglichen C3-Photosynthese wurde bisher nicht nachgewiesen.[37] Ein möglicher Grund wäre, dass dies mindestens genauso viele evolutionäre Schritte erfordert wie der umgekehrte Weg, jedoch keinen Selektionsvorteil verspricht. Denn eine so rückverwandelte C3-Pflanze hätte nur in Habitaten einen Vorteil gegenüber C4-Pflanzen, in denen ja bereits andere C3-Pflanzen dominieren. Sie könnte sich damit nicht gegen ihre C3-Mitbewerber etablieren.

Literatur[Bearbeiten]

Übersichtsartikel und Allgemeines[Bearbeiten]

  • Agepati S. Raghavendra, Rowan F. Sage (Hrsg.): C4 photosynthesis and related CO2 concentrating mechanisms. Springer, Dordrecht 2011, ISBN 978-90-481-9406-3 (Reihe Advances in photosynthesis and respiration Band 32).
  • Oula Ghannoum: C4 photosynthesis and water stress. In: Annals of Botany 103(4), 2009, S. 635–644, PMID 18552367, PMC 2707343 (freier Volltext, PDF).
  • Donat-Peter Häder: Photosynthese. 1. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart 1999. ISBN 978-3-13-115021-9.
  •  Hans W. Heldt und Birgit Piechulla: Pflanzenbiochemie. 4. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, 2008, ISBN 978-3-8274-1961-3, S. 211ff.
  • Ulrich Lüttge, Manfred Kluge und Gerhard Thiel: Botanik - Die umfassende Biologie der Pflanzen. 1. Auflage, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA; Weinheim 2010; ISBN 978-3-527-32030-1.
  • Lincoln Taiz (Autor), Eduardo Zeiger (Autor) und B. Jarosch (Übersetzer): Plant Physiology: Das Original mit Übersetzungshilfen. 4. Auflage, Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2007; ISBN 978-3-8274-1865-4.

Evolution[Bearbeiten]

Einzelnachweise[Bearbeiten]

  1. a b c Andreas Bresinsky und andere: Strasburger - Lehrbuch der Botanik, 36. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2008; ISBN 978-3-8274-1455-7, S. 312.
  2. Hans W. Heldt, Birgit Piechulla: Pflanzenbiochemie. 4. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2008; ISBN 978-3-8274-1961-3, S. 226.
  3. a b Sage, RF. und Stata, M. (2014): Photosynthetic diversity meets biodiversity: The C4 plant example. In: J Plant Physiol. pii: S0176-1617(14)00236-3; PMID 25264020; doi:10.1016/j.jplph.2014.07.024.
  4. a b Andreas Bresinsky und andere: Strasburger - Lehrbuch der Botanik, 36. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2008; ISBN 978-3-8274-1455-7, S. 311.
  5. a b c Rowan F. Sage, Ferit Kocacinar, David S. Kubien: C4 photosynthesis and temperature. In: Raghavendra, Sage (Hrsg.): C4 photosynthesis and related CO2 concentrating mechanisms. 2011, S. 161–195.
  6. Dietmar Brandes: Breiten sich die C4-Pflanzen in Mitteleuropa aus?, Schriftenreihe für Vegetationskunde 27 – Sukopp-Festschrift, 1995, S. 365–372.
  7. a b Hatch, MD. (2002): C4 photosynthesis: discovery and resolution. In: Photosynth Res. 73(1–3); S. 251–256; PMID 16245128; doi:10.1023/A:1020471718805.
  8. Hatch, MD. (1971): Mechanism and function of C4 photosynthesis. In: Hatch MD, Osmond CB and Slatyer RO (eds): Photosynthesis and Photorespiration. Wiley-Interscience, New York, S. 139–152.
  9. a b c Gowik, U. und Westhoff, P. (2011): The path from C3 to C4 photosynthesis. In: Plant Physiol. 155(1); S. 56–63; PMID 20940348; doi:10.1104/pp.110.165308.
  10. Peter Schopfer und Axel Brennicke: Pflanzenphysiologie. 7. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2010; ISBN 978-3-8274-2351-1; S. 281.
  11. Wurzelgen kurbelt Photosynthese an. www.pflanzenforschung.de. Abgerufen am 28. Oktober 2014.
  12. a b Andreas Bresinsky und andere: Strasburger - Lehrbuch der Botanik, 36. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2008; ISBN 978-3-8274-1455-7, S. 308.
  13. a b Ulrich Lüttge, Manfred Kluge und Gerhard Thiel: Botanik - Die umfassende Biologie der Pflanzen. 1. Auflage, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA; Weinheim 2010; ISBN 978-3-527-32030-1; S. 776–777.
  14. a b Donat-Peter Häder: Photosynthese, 1. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart 1999, ISBN 978-3-13-115021-9, S. 205.
  15. a b c Andrea Bräutigam und Andreas P.M. Weber: Transport Processes: Connecting the Reactions of C4 Photosynthesis: In: Agepati S. Raghavendra, Rowan F. Sage (Hrsg.): C4 photosynthesis and related CO2 concentrating mechanisms. Springer, Dordrecht 2011, ISBN 978-90-481-9406-3 (Reihe Advances in photosynthesis and respiration Band 32).
  16. a b c Hans W. Heldt, Birgit Piechulla: Pflanzenbiochemie. 4. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2008; ISBN 978-3-8274-1961-3, S. 217 ff.
  17. Donat-Peter Häder: Photosynthese, 1. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart 1999, ISBN 978-3-13-115021-9, S. 210.
  18. a b c d e Gerald E. Edwards: C4 Photosynthesis: Krarnz Forms and Single-Cell C4 in Terrestrial Plants. In: Agepati S. Raghavendra, Rowan F. Sage (Hrsg.): C4 photosynthesis and related CO2 concentrating mechanisms. Springer, Dordrecht 2011, ISBN 978-90-481-9406-3 (Reihe Advances in photosynthesis and respiration Band 32).
  19. Hans W. Heldt, Birgit Piechulla: Pflanzenbiochemie. 4. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2008; ISBN 978-3-8274-1961-3, S. 220.
  20. Donat-Peter Häder: Photosynthese, 1. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart 1999, ISBN 978-3-13-115021-9, S. 207.
  21. a b c d e f g Sage, RF., Sage, TL. und Kocacinar, F. (2012): Photorespiration and the evolution of C4 photosynthesis. In: Annu Rev Plant Biol. 63; S. 19–47; PMID 22404472; doi:10.1146/annurev-arplant-042811-105511.
  22. Hans W. Heldt, Birgit Piechulla: Pflanzenbiochemie. 4. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2008; ISBN 978-3-8274-1961-3, S. 224–225.
  23. a b Chris J. Chastain: Structure, Function, and Post-translational Regulation of C4 Pyruvate Orthophosphate Dikinase. In: Agepati S. Raghavendra (Hrsg.) und Rowan F. Sage (Hrsg.): C4 Photosynthesis and Related CO2 Concentrated Mechanisms (Advances in Photosynthesis and Respiration). Springer Netherlands 2011; ISBN 978-90-481-9406-3; S. 301–315.
  24. a b Chris J. Chastain et al. (2011): Functional evolution of C4 pyruvate,orthophosphate dikinase. In: J Exp Bot 62; S. 3083–3091; doi:10.1093/jxb/err058.
  25. Akhani, H. et al. (2012): A new species of Bienertia (Chenopodiaceae) from Iranian salt deserts: a third species of the genus and discovery of a fourth terrestrial C4 plant without Kranz anatomy. In: Plant Biosystems 146: 550–559; doi:10.1080/11263504.2012.662921.
  26. George Bowes: Single-cell C4 photosynthesis in aquatic plants. In: Raghavendra, Sage (Hrsg.): C4 photosynthesis and related CO2 concentrating mechanisms. 2011, S. 63–80.
  27. Hans Lambers, F. Stuart Chapin III. und Thijs L. Pons: Plant Physiological Ecology. 2. Auflage, Springer, Berlin 2008; ISBN 978-0387783406; S. 80.
  28. Sage, RF. (2002): Are crassulacean acid metabolism and C4 photosynthesis incompatible? In: Functional Plant Biology 29(6); S. 775–785; doi:10.1071/PP01217.
  29. Stanislav Kopriva: Nitrogen and Sulfur Metabolism in C4 Plants In: Agepati S. Raghavendra, Rowan F. Sage (Hrsg.): C4 photosynthesis and related CO2 concentrating mechanisms. Springer, Dordrecht 2011, ISBN 978-90-481-9406-3 (Reihe Advances in photosynthesis and respiration Band 32).
  30. Ulrich Lüttge, Manfred Kluge und Gerhard Thiel: Botanik - Die umfassende Biologie der Pflanzen. 1. Auflage, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA; Weinheim 2010; ISBN 978-3-527-32030-1; S. 781–782.
  31. a b Ulrich Lüttge, Manfred Kluge und Gerhard Thiel: Botanik - Die umfassende Biologie der Pflanzen. 1. Auflage, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA; Weinheim 2010; ISBN 978-3-527-32030-1; S. 785–786.
  32. a b Michael B. Jones: C4 species as energy crops. In: Raghavendra, Sage (Hrsg.): C4 photosynthesis and related CO2 concentrating mechanisms. 2011, S. 379–397.
  33. Lincoln Taiz (Autor), Eduardo Zeiger (Autor) und B. Jarosch (Übersetzer): Plant Physiology: Das Original mit Übersetzungshilfen. 4. Auflage, Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2007; ISBN 978-3-8274-1865-4, S. 215.
  34. Kerstin Stolzenburg: Versuchsergebnisse Weiden, Pappeln und Miscanthus der LAP Forchheim (PDF; 348 kB), 14. Dezember 2006.
  35. Donat-Peter Häder: Photosynthese, 1. Auflage, Thieme Verlag, Stuttgart 1999, ISBN 978-3-13-115021-9, S. 214.
  36. a b James N. Burnell: Hurdles to engineering greater photosynthetic rates in crop plants: C4 rice. In: Raghavendra, Sage (Hrsg.): C4 photosynthesis and related CO2 concentrating mechanisms. 2011, S. 361–378.
  37. a b c Christin, PA. und Osborne, CP. (2013): The recurrent assembly of C4 photosynthesis, an evolutionary tale. In: Photosynth Res. 117(1–3); S. 163–175; PMID 23703454; doi:10.1007/s11120-013-9852-z.
  38. Hans W. Heldt, Birgit Piechulla: Pflanzenbiochemie. 4. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2008; ISBN 978-3-8274-1961-3, S. 225.
  39. Lincoln Taiz (Autor), Eduardo Zeiger (Autor) und B. Jarosch (Übersetzer): Plant Physiology: Das Original mit Übersetzungshilfen. 4. Auflage, Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2007; ISBN 978-3-8274-1865-4, S. 216–217.
  40. Lincoln Taiz (Autor), Eduardo Zeiger (Autor) und B. Jarosch (Übersetzer): Plant Physiology: Das Original mit Übersetzungshilfen. 4. Auflage, Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2007; ISBN 978-3-8274-1865-4, S. 217.
  41. Peter Schopfer und Axel Brennicke: Pflanzenphysiologie. 7. Auflage, Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2010; ISBN 978-3-8274-2351-1, S. 295.
  42. Andreas Bresinsky und andere: Strasburger - Lehrbuch der Botanik, 36. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag; Heidelberg 2008; ISBN 978-3-8274-1455-7, S. 1012.
  43. Ulrich Lüttge, Manfred Kluge, Gabriela Bauer: Botanik. 5. vollst. überarb. Auflage. Wiley-VCH, Weinheim 2005; ISBN 978-3-527-31179-8; S. 485.
  44. Caroline Bowsher, Martin W. Steer, Alyson K. Tobin: Plant Biochemistry. Garland Pub, New York, NY 2008, ISBN 978-0-8153-4121-5; S. 136.
  45. a b Ulrich Lüttge, Manfred Kluge und Gerhard Thiel: Botanik - Die umfassende Biologie der Pflanzen. 1. Auflage, Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA; Weinheim 2010; ISBN 978-3-527-32030-1; S. 797.
  46. Christin, PA. et al. (2011): C4 eudicots are not younger than C4 monocots In: J. Exp. Bot. 62(9): S. 3171–3181; doi:10.1093/jxb/err041.
  47. Colin P. Osborne: The geologic history of C4 plants. In: Raghavendra, Sage (Hrsg.): C4 photosynthesis and related CO2 concentrating mechanisms. 2011, S. 339–357.

Weblinks[Bearbeiten]

  • Herfried Kutzelnigg: Die Evolution der C4-Pflanzen, Studium Integrale Journal 15. Jahrgang / Heft 1 - April 2008, abgerufen am 28. Oktober 2014.